Alternanthera reineckii Briq.’nin doku kültürü çalışmaları için yüzey sterilizasyonunun optimizasyonu

Abstract

Yüzey sterlizasyonu doku kültürü çalışmalarında ilk aşamadır. Bu aşamadan geçtikten sonra bitkilerin çoklu üretimleri mümkün olabilmektedir. Mevcut çalışma, Alternanthera reineckii Briq.’nin doku kültürü ile üretimi için yüzey sterilizasyonu çalışmalarını sunmaktadır. Ön sterilizasyon işlemi için A. reineckii 20 dk boyunca akan çeşme suyunun altında bekletilmiştir. Yüzey sterilizasyonu için üst gövdeden 3-5 cm uzunluklarında kesilen parçalar farklı süre (15 ve 30 dk) ve konsantrasyonlarda (%10-30) hidrojen peroksit (H₂O₂) ile muamele edilmiştir. Boğum eksplantları izole edilerek bitki büyüme düzenleyici içermeyen Murashige ve Skoog (1962) besin ortamına aktarılmıştır. Kültür ortamlarda ilk kontaminasyonlar 6. günde gözlenmeye başlamıştır. Kültür ortamlarında daha çok bakteriyel kontaminasyonlar gözlenmiştir. Yüksek H₂O₂ maruziyetinde eksplantların rejenerasyon kapasiteleri oldukça düşmüştür. Bazı eksplantlarda beyazlaşma ve sararmalar tespit edilmiştir. Hidrojen peroksit ile muamele edilen eksplantlarda bulaşık oranları %20-100 arasında değişmiştir. Steril ve canlı eksplant değerleri kullanılan H₂O₂ ile farklılık göstermiştir. En yüksek steril ve sağlam eksplantlar (%60) %25’lik H₂O₂ ile 15 dk uygulanan eksplantlarda, ardından ise (%55) %15’lik H₂O₂ ile 30 dk uygulanan eksplantlarda tespit edilmiştir. Buradan elde edilen steril ve canlı eksplantlar bitki büyüme düzenleyici içermeyen ortamlarında aktarılmış ve çoğaltım çalışmaları için stoklar oluşturulmuştur. Bu çalışma, A. reineckii’nin in vitro üretimi için gerekli sterilizasyon işlemleri için araştırmacılara yardımcı olabilir.

Keywords

• Boğum eksplantı,çoğaltım,H2O2,rejenerasyon,sterilizasyon

Optimization of surface sterilization of Alternanthera reineckii for tissue culture studies

Abstract

Surface sterilization is the first stage in tissue culture studies. After this stage, multiple productions of plants can possible. The present study presents surface sterilization studies for the production of Alternanthera reineckii Briq. by tissue culture. For the pre-sterilization process, A. reineckii was kept under the tap water flowing for 20 min. For surface sterilization, the parts cut at length 3-5 cm from the upper body were treated with hydrogen peroxide (H₂O₂) at different time (15 and 30 min) and concentrations (10-30%). The nodal explants were isolated and transferred to the nutrient medium of Murashige and Skoog (1962) which did not contain a plant growth regulator. The first contamination in the culture environment began to be observed on the 6th day. More bacterial contamination was observed in culture media. The regeneration capacity of the explants in highly H₂O₂ exposure decreased considerably. Whitening and yellowing were detected in some explants. Contamination rates in the explants treated with H₂O₂ ranged from 20 to 100%. The values of sterile and live explants were different with H₂O₂. The highest sterile and live explants (60%) were detected in explants with 25% H₂O₂ for 15 min followed by explants (30%) with 15% H₂O₂ for 30 min. The sterile and live explants obtained from this were transferred in non-plant growth media and stocked for propagation studies. This study may help researchers for the sterilization procedures required for in vitro production of A. reineckii.

Keywords

• Nodal explant,propagation,H2O2,regeneration,sterilization

References

1. Akshatha MD, Kavadikeri S, Rao NN 2018. In vitro micropropagation and antioxidant assay in Colocasia esculenta. Plant Tissue Cult Biotechnol 28(2):183-190.
2. Chalenko YV, Cherednichenko MY 2017. In vitro introduction and cultivation of aquatic plant Alternanthera reineckii Briq. The 3rd International Symposium on EuroAsian Biodiversity, 05-08 July 2017, Minsk - Belarus.
3. Dogan M 2017. Multiple shoot regeneration from shoot tip and nodal explants of Rotala rotundifolia (Buch-Ham. ex Roxb) Koehne. Ant J Bot 1(1,2): 4-8.
4. Dogan M 2018a. In vitro micropropagation from nodal explants of the medicinal plant Lysimachia nummularia L.. KSU J Agric Nat 21(6): 875-881.
5. Dogan M 2018b. In vitro shoot regeneration of Limnophila aromatica (lamk.) Merr. from nodal and internodal explants. Iğdır Univ. J. Inst. Sci. & Tech., 8(3): 77-84.
6. Dogan M 2019. Callus formation from full leaf and leaf parts of Rotala rotundifolia (Buch-Ham. ex Roxb) Koehne. Acta Biologica Turcica 32(2): 78-83.
7. Ghasheem AL, Stănică N, Petıcılă FAG, Venat O, 2018. In vitro effect of various sterilization techniques on peach (Prunus persica (L.) Batsch) explants. Scientific Papers, 227.
8. Halim MA, Alam MF, Rahman MH, Hossain MB, Uddin MB 2016. Sterilization process for in vitro regeneration of Stevia (Stevia rebundiana Bertoni). Int J Bus Soc Sci Res 4(4): 320-323.

9. Hussain A, Qarshi IA, Nazir H, Ullah I 2012. Plant Tissue Culture Current Status and Opportunities. In Recent advances in plant in vitro culture. IntechOpen.
10. Karaoğlu C 2010. Soğanlı bitkiler ve in vitro hızlı çoğaltım. Tarla Bitk Merk Araştırma Enstitüsü Derg 19 (1-2): 24-29.
11. Karaoğlu C, Çöçü S, İpek A, Parmaksız İ, Uranbey S, Sarıhan EO, Arslan N, Kaya MD, Sancak C, Özcan S, Gürbüz B, Mirici S, Er C, Khawar KM 2006. In vitro micropropagation of saffron. Proceedings of The 2nd International Symposium on Saffron Biology and Technology, Acta Horticulture, Number 739: 223-227.
12. Leifert C, Ritchie JY, Waites WM 1991. Contaminants of plant-tissue and cell cultures. World J Microbiol Biotechnol 7: 452-469.
13. Misra AN, Misra M, 2012. Sterilisation techniques in plant tissue culture. Life Science Center, Fakir Mohan University, Balasore-756020.
14. Murashige T, Skoog F 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant 15: 473-497.
15. Oyebanji OB, Nweke O, Odebunmi O, Galadima NB, Idris MS, Nnodi UN, Afolabi AS, Ogbadu GH 2009. Simple, effective and economical explant-surface sterilization protocol for cowpea, rice and sorghum seeds. Afr J Biotechnol 8(20): 5395-5399.
16. Ozdemir FA, Gur N 2018. In vitro propagation of cataloglu apricot (Prunus armeniaca L.) cultivar using apical node as explant. Prog Nutr 20(1-S) :176-181.
17. Roberto T, Francesca M 2011. Sustainable sourcing of natural food ingredientsby plant cell cultures. Agro Food Industry Hi Tech, 22: 26-28.
18. Ryan RP, Germaine K, Franks A, Ryan DJ, Dowling DN 2008. Bacterial endophytes: recent developments and applications. FEMS Microbiol Letts 278: 1-9.
19. Sharma S, Rathi N, Kamal B, Pundir D, Kaur B, Arya S 2010. Conservation of biodiversity of highly important medicinal plants of India through tissue culture technology- a review. Agric Biol J N Am 1(5): 827-833.
20. Sülü SM, Bozkurt İA, Soylu S, 2016. Bitki büyüme düzenleyici ve biyolojik mücadele etmeni olarak bakteriyel endofitler. MKU Ziraat Fakültesi Derg 21(1): 103-111.