Kırmızıbiberde aflatoksin oluşturmayan Aspergillus flavus izolatlarının belirlenmesi

Abstract

Amaç: Türkiye’nin güneyinde yer alan Kahramanmaraş, kırmızı biber üretmek için geniş üretim alanlarına sahiptir. Kurutulmuş kırmızıbiber dünyada en çok üretilen baharattır ve kurutulmuş gıdalar en fazla mikotoksin bulaşımına maruz kalan ürünlerdir. Bu mikotoksinlerden aflatoksinler Aspergillus cinsine giren birçok tür tarafından üretilen zehirli fungal bileşiklerdir. Türk Gıda Kodeksi Bulaşanlar Yönetmeliğine göre baharatlarda toplam aflatoksin miktarı 10 µg/kg ile sınırlandırılmıştır. Aflatoksinle bulaşık ürünlerin toksik ve kanser yapıcı etkileri bulunabilir. Aflatoksin bulaşımı ürünün kalitesini düşürür ve pazarlama olanaklarını sınırlandırır. Aspergillus flavus türü S ve L ırkları olarak iki gruba ayrılabilir. S ırkları genel olarak L ırklarından daha fazla aflatoksin oluşturma eğilimindedirler. L ırkına giren Aspergillus küflerinin birçoğu üretmeyen A. flavus izolatları aflatoksin bulaşımının önlenmesi amacı ile biyolojik kontrol ajanı olarak kullanılabilmektedir. Bu çalışma kırmızıbiberde aflatoksin üreten türleri ve uygun koşullar altında da olsa toksin üretme yeteneği bulunmayan izolatları belirlemek amacı ile yürütülmüştür.Method: S and L strains of A. flavus isolated were transferred to A&M media. Aflatoxin quantification was made with HPLC.Results: It was determined that aflatoxin producing abilities of A. flavus isolates isolated from red pepper samples. 63 of 212 A. flavus isolates isolated from total 15 samples could not produce aflatoxin under suitable conditions.Conclusion: Aspergillus species were determined in mold contaminated red pepper samples in the study. A. flavus was found as dominant species in the samples. The samples were also determined to contaminate with A. parasiticus and A. tamara species. Aflatoxin quantity of toxin producing isolates varied between 3,2 Log10 ppb and 6,7 Log10 ppb. Additionally, while it was determined that S strain of A. flavus was rarely found, L strain was mostly found in red pepper samples. It was not found any statistically significant relationship between the number of propagules and toxin producing ability of isolates. Yöntem: İzole edilen A. flavus S ve L ırkları A&M sıvı ortamına aktarılmıştır. Aflatoksin kantifikasyonu HPLC ile yapılmıştır.Bulgular: Kırmızıbiber örneklerinden izole edilen A. flavus izolatlarının aflatoksin üretme yetenekleri belirlenmiştir. Toplam 15 örnekten izole edilen 212 A. flavus izolatının 63’ü uygun koşullar altında aflatoksin üretememiştir.Sonuç: Çalışmada küf ile bulaşık kırmızıbiber örneklerindeki Aspergillus türleri belirlenmiştir. A. flavus, örneklerde baskın tür olarak bulunmuştur. Örneklerin aynı zamanda A. parasiticus ve A. tamari türleri ile de bulaşık olduğu belirlenmiştir. Toksin üreten izolatların ürettikleri aflatoksin miktarı ise 3,2 Log10 ppb ile 6,7 Log10 ppb arasında değişiklik göstermiştir. Bununla birlikte kırmızıbiber örneklerinde A. flavus türünün S ırkına nadir rastlandığı, büyük oranda L ırkının görüldüğü belirlenmiştir. Propagül sayısı ile izolatların toksin üretme kabiliyetleri arasında istatistiksel olarak anlamlı ilişki bulunamamıştır

Keywords

• kırmızıbiber, aflatoksin, Aspergillus, A. flavus

Determining non-toxigenic Aspergillus flavus isolates on red pepper

Abstract

Objective: Kahramanmaraş, located south of Turkey, has large cultivation areas in order to produce red pepper. Dried red pepper is the most produced spice in the world and dried foods are products exposed to the most mycotoxin contamination. Of these mycotoxins, aflatoxins are toxic fungal compound produced by several species of Aspergillus genus. According to Turkish Food Codex Regulation on Contaminants it was limited total aflatoxin amount in spices with10 µg/kg. Aflatoxin contaminated products may be effect toxic and carcinogenic. Contamination with aflatoxins reduces crop quality and limits marketing possibilities. Aspergillus flavus species can be divided into two groups as S and L strains. Generally S strain tends to produce greater quantities of aflatoxins than do L strain. Many of the Aspergillus molds belonging L strain cannot produce aflatoxin. Non toxigenicisolates of A. flavus can be used as biological control agents to prevent aflatoxin contamination. This study was carried out in order to determine the aflatoxin -producing species on red pepper and identify isolates that lack the ability to produce toxins under suitable conditions.Method: S and L strains of A. flavus isolated were transferred to A&M media. Aflatoxin quantification was made with HPLC.Results: It was determined that aflatoxin producing abilities of A. flavus isolates isolated from red pepper samples. 63 of 212 A. flavus isolates isolated from total 15 samples could not produce aflatoxin under suitable conditions.Conclusion: Aspergillus species were determined in mold contaminated red pepper samples in the study. A. flavus was found as dominant species in the samples. The samples were also determined to contaminate with A. parasiticus and A. tamara species. Aflatoxin quantity of toxin producing isolates varied between 3,2 Log10 ppb and 6,7 Log10 ppb. Additionally, while it was determined that S strain of A. flavus was rarely found, L strain was mostly found in red pepper samples. It was not found any statistically significant relationship between the number of propagules and toxin producing ability of isolates

Keywords

• red pepper, aflatoxin, Aspergillus, A

References

1. Girgin G, Başaran N, Şahin G. Mycotoxins in Turkey and the world. Turk Hij Den Biyol Derg, 2001; 58(3): 97-118.
2. Anonymous, 2012. FAOSTAT Database. http:// faostat3.fao.org/ Erişim Tarihi:26.12.2013
3. Karapınar M, Tuncel G. Perakende satılan bazı toz baharatların mikrobiyolojik kaliteleri. E.Ü. Mühendislik Fakültesi Dergisi, 1986; 4: 27-36.
4. Kıvanç M, Sert S. Erzurum’da perakende satış mağazalarındaki bazı öğütülmüş baharatların mikrobiyel mikrobiyal kalitesi. Doğa TUBITAK Tarım Ormancılık, 1989; 13: 316-325.
5. Tekinşen O C, Sarıgöl C. Elazığ yöresinde tüketime sunulan bazı öğütülmüş baharatın mikrobiyal florası. F. Ü. Veteriner Fakültesi Dergisi, 1982; 7: 151-162.
6. Ağaoğlu S. Van ilinde açıkta satılan kırmızı pul biberlerde aflatoksin B1 varlığının araştırılması. Van Tıp Dergisi, 1999; Cilt: 6, Sayı: (4): 28-30. Demircioğlu S, Filazi A. Türkiye’de Üretilen kırmızı biberlerde aflatoksin kalıntılarının araştırılması. Vet Hekim Der Derg, 2010; 81(2): 63-6.
7. Kanbur M, Liman BC, Eraslan G, Altınordulu Ş. Kayseri’de tüketime sunulan kırmızı biberlerde aflatoksin B1’in Enzim İmmunoassay (EIA) ile kantitatif analizi Erciyes Üniv Vet Fak Derg, 2006; 3(1) 21-4.
8. Taydaş EE, Aşkın O. Kırmızı biberlerde aflatoksin oluşumu. Gıda, 1995; 20 (1): 3-8.

9. Bilgrami KS, Sinha KK. Aflatoxin in India: I In. Aflatoxin in Maize. A Proceedings of the Workshop of CIMMYT. EL Batan, Mexico, 1986; pp. 349357.
10. Iqbal SZ, Paterson RR, Bhatti IA, Asi MR, Sheikh MA, Asi MR, et al. Aflatoxin B1 in chilies from the Punjab region, Pakistan. Mycotoxin Res, 2010; 26 (3): 205-9.
11. Makun HA, Mailafiya CS, Saidi AA, Onwuike BC, Onwubiko MU. A preliminary survey of aflatoxin in fresh and dried vegetables in Minna, Nigeria. Afr J Food Sci Tech, 2012; 3(10): 268-72.
12. Kantarcıoğlu S, Yücel A. Cerrahpaşa Aspergillus cinsi mantarlar ve invaziv aspergilloz: Mikoloji, patogenez, laboratuvar tanımı, antifungallere direnç ve duyarlılık deneyleri. Tıp Derg, 2003; 34 (3): 140-57.
13. Erdoğrul Ö. Kahramanmaraş’ta satılan acı kırmızı pul biberin bazı mikrobiyolojik özellikleri. Fen Müh Derg, 2000; 3(2): 108.
14. Cotty PJ, Bayman P. Competitive exclusion of a toxigenic strain of Aspergillus flavus by an atoxigenic strain. Phytopathology, 1993; 83: 1283- 87.
15. Dorner JW, Cole RJ, Blankenship PD. Effect of inoculum rate of biological control agents on preharvest aflatoxin contamination of peanuts. Biological Control, 1998; 12(3), 171-6.
16. Cotty PJ. Comparison of four media for the isolation of Aspergillus flavus group fungi. Mycopathologia. 1994; 125: 157-62.
17. Brown RL, Cotty PJ, Cleveland TE, Widstrom NW. The living embryo influences accumulation of aflatoxin in maize kernels. J Food Prot, 1993; 56: 967-71.
18. Cotty PJ. Aflatoxin producing potential of communities of Aspergillus section Flavi from cotton producing areas in the United States. Mycol Res, 1997; 101(6): 698 -704.
19. Cotty PJ, Lee LS. Aflatoxin contamination of cottonseed: Comparison of pink bollworm damaged and undamaged bolls. Trop Sci, 1989; 29: 273-7.
20. Egel DS, Cotty PJ, Elias KS. Relationships among isolates of Aspergillus section Flavi which vary in aflatoxin production. Phytopathology, 1994; 84: 906-12.
21. Horn BW, Dorner JW. Regional differences in production of aflatoxin B1 and cyclopiazonic acid by soil isolates of Aspergillus flavus along a transect within the United States. Appl Environ Microbiol, 1999; 65 1444–9.
22. Cardwell KF, Cotty PJ. Distribution of Aspergillus section Flavi among field soils from the four agroecological zones of the Republic of Bénin, West Africa. Plant Dis, 2002; 86: 434-9.
23. Antilla L, Cotty PJ. The ARS-ACRPC partnership to control aflatoxin in Arizona cotton: current status. Mycopathologia, 2002; 155: 64.
24. Cleveland TE, Dowd PF, Desjardins AE, Bhatnagar D, Cotty PJ. United States Department of Agriculture-Agricultural Research Service research on pre-harvest prevention of mycotoxins and mycotoxigenic fungi in US crops. Pest Manage Sci, 2003; 59: 629-42.
25. Cotty PJ, Howell DR, Sobek EA. The EPA approved experimental use program for Aspergillus flavus AF36. In JF Robens, & TE Cleveland (Eds.), Aflatoxin Elimination Workshop. 1996; October (p. 3).
26. Boyd ML, Cotty PJ. Aspergillus flavus and aflatoxin contamination of leguminous trees of the Sonoran Desert in Arizona. Phytopathology, 2001; 91, 913–9.
27. Bhatnagar D, Rajasekaran K, Cary JW, Brown RL, Yu J, Cleveland TE. Molecular approaches to development of resistance to preharvest aflatoxin contamination. In Mycotoxins: Detection methods, management, public health and agricultural trade; CABI (CAB International): Cambridge, MA, USA, 2008; pp. 257–76.
28. Brown RL, Chen ZY, Menkir A, Cleveland TE. Proteomics to identify resistance factors in corn-a review. Mycotoxin Res. 2006; 22: 22–6.
29. Menkir A, Brown RL, Bandyopadhyay R, Cleveland TE. Registration of six tropical maize germplasm lines with resistance to aflatoxin contamination. J Plant Regist, 2008; 2: 246–50.