Farklı Konsantrasyonlarda ve Sürelerde Sodyum Hipoklorid (NaOCl) Uygulamasının Pancratium maritimum L. Soğanlarının Yüzey Sterilizasyonu Üzerine Etkileri

Yıl 2016, Cilt: 5 Sayı: 2, 0 - 0, 27.12.2016

Fethi Ahmet Özdemir Mehmet Uğur Yıldırım Ömer Kılıç

Öz

Akdeniz’e kıyısı olan ülkelerin kumul kıyılarında doğal olarak yetişen kum zambakları (Pancratium maritimum L.), Amaryllidaceae familyası üyelerindendir. Bu çalışmada Pancratium maritimum L. soğanları % 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10 oranında sodyum hipoklorid (NaOCl) çözeltisi içerisinde 15, 20, 25, 30, 35 dakika bekletildikten sonra soğanlarda meydana gelen deformasyon oranı % cinsinden hesaplanmış, bekleme süresinin ardından soğanlar 3 defa 5’er dakika süre ile steril distile saf sudan geçirilerek hormon içermeyen MS besin ortamına aktarılmış, 10 gün sonra MS besin ortamında meydana gelen kontaminasyon oranları % cinsinden belirlenmiştir. % 2 ve 3 oranında sodyum hipoklorid çözeltisi içerisinde bekletilen soğanlarda deformasyon gözlenmezken, %100 oranında kontaminasyon tespit edilmiştir. En etkili yüzey sterilizasyonu %5-6 oranında sodyum hipoklorid çözeltisi içerisinde 30 ve 35 dakika bekletilerek sağlanmıştır. Sodyum hipoklorid konsantrasyonu ve uygulama süresi arttıkça soğanların yüzey sterilizasyonu artmış ancak soğanların pul yapraklarındaki deformasyon oranı da bu artışa bağlı olarak artmıştır.

Kaynakça

• Anonim, 2014. Pancratium. http://eol.org/pages/29183/names/related_names.
• Bastida J, Lavilla R, Viladomat F, 2006. Chemical and biological aspects of Narcissus alkaloids. In: Cordell GA (ed) The alkaloids, vol 63. Elsivier Scientific, Amsterdam, 87–179 p.
• Baytop T, 1984. Türkiye’de bitkiler ile tedavi (Geçmişte ve Bugün). İstanbul Üniversitesi Yayınları: 3255, Eczacılık Fakültesi Yayınları: 40, 520, İstanbul.
• Berkov S, Bastida J, Sidjimova B, Viladomat F, Codina C, 2008. Phytochemical differentiation of Galanthus nivalis and Galanthus elwesii (Amaryllidaceae): a case study. Biochemical Systematics Ecology, 36: 638–645.
• Chengalrayan KAA, Gallo-Meagher M, 2005. In vitro regeneration of plants from sugarcane seed-derived callus. In vitro Cellular & Developmental Biology Plant, 41: 477-482.
• Chun SC, Schneider RW, Cohn MA, 1997. Sodium hypochlorite: Effect of solution pH on rice seed disinfestations and its direct effect on seedling growth. Plant Disease, 81: 821-824.
• Davis PH, 1984. Flora of Turkey and East Aegean Islands, University Press, Edinburgh: 8.
• Di Maio A, De Castro O, 2013. Development and characterization of 21 microsatellite markers for Pancratium maritimum L. (Amaryllidaceae). Conservation Genetic Resources, 5 (4): 911-914.
• Dodds JH, Roberts LW, 1985. Experiments in plant tissue culture. 2nd Edn., Cambridge Univ. Press. Cambridge, UK, 232.
• Dothan NF, 1986. Flora Palaestina. Israel Academy of Sciences and Humanities, Jerusalem, Israel, 4:162-163,
• Eisikowitch D, Galil J, 1971. Effect of wind on the pollination of Pancratium maritimum L. (Amaryllidaceae) by Hawkmoths (Lepidoptera: Sphingidae). Journal of Animal Ecology, 40 (3): 673-678.
• Hannerty MJ, Upton ME, Harris DP, Eaton RA, James DJ, 1988. Microbial contamination of in vitro cultures of apple rootstocks M26 and M9. Acta Horticulturae, 225: 129-139.
• Kane M, 2003. Bacterial and fungal indexing of tissue cultures. http://plant-tc.cfans.umn.edu/listserv/1996/log9612/idexing.htm.
• Karaoğlu C, 2010. Soğanlı bitkiler ve in vitro hızlı çoğaltım. Tarla Bitkileri Merkez Araştırma Enstitüsü Dergisi, 19 (2): 24-29.
• Khawar KM, 2001. Mercimek (Lens culinaris Medik)’te doku kültürü çalışmaları ve Agrobacterium tumefaciens aracılığıyla gen aktarımı. Doktora tezi, Ankara Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü, Ankara.
• Leifert C, Waites WM, Nicholas JR, 1989. Bacterial contaminants of micropropagated plant cultures. Journal of Applied Bacteryology, 67: 353-361.
• Maelicke A, Samochocki M, Jostok R, Feherbacker A, Ludwig J, Albuquerque EX, Zerlin M, 2001. Allosteric sensitation of niconinic receptors by galanthamine, a new treatment strategy for Alzheimer’s disease. Biological Psychiatry, 26: 279–288.
• Murashige T, Skoog F, 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15: 473–497.
• Nongalleima KH, Dikash Singh TH, Amitabha D, Deb L, Sunitibala Devi H, 2014. Optimization of surface sterilization protocol, induction of axillary shoots regeneration in Zingiber zerumbet (L.) Sm. as affected by season. Biological Rhythm Research, 45(2):317-324.
• Omamor IB, Asemota AO, Eke CR, Ezia EI, 2007. Fungal contaminants of the oil palm tissue culture in Nigerian Institute for Oil Palm Research (NIFOR). African Journal of Agricultural Research, 2: 534-537.
• Özcan S, Özgen M, 1996. Bitki genetik mühendisliği. Kükem Dergisi, 1(1): 69-95.
• Rani S, Rana JS, 2010. In vitro propagation of Tylophora indica influence of explanting season, growth regulators synergy, culture passage and planting substrate. Journal of American Science, 6: 385-392.
• Rodrigues DT, Novais RF, Venegas VHA, Dias JMM, Otoni WC, Villani EMA, 2013. Chemical sterilization in in vitro propagation of Arundina bambusifolia Lindl. and Epidendrum ibaguense Kunth. Revista Ceres Viçosa, 60(4): 447-451.
• Teixeira SL, Ribeiro JM, Teixeira MT, 2008. Utilizaçao de hipoclorito de sodio na esterilizaçao de meio de cultura para multiplicaçao in vitro de Eucalyptus pellita L. Ciencia Florestal, 18: 185-191.
• Tiwari S, Arya A, Kumar S, 2012. Standardizing sterilization protocol and establishment of callus culture of sugarcane for enhanced plant regeneration in vitro. Research Journal of Botany, 7(1): 1-7.
• Yaltırık F, Efe A, 1996. Otsu Bitkiler Sistematiği, İstanbul Üniversitesi Orman Fakültesi Yayınları:10, Ders Kitabı, 518, İstanbul.
• Yıldız M, 2000. Keten bitkisinde adentif sürgün rejenerasyonu ve Agrobacterium tumefaciens aracılığıyla gen aktarımı. Doktora tezi, Ankara Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü, Ankara.