Bacillus pumilus Y7 Katalaz (katX2) Geninin Klonlanması ve Açıklatılması

Year 2019, Volume: 19 Issue: 1, 15 - 21, 28.05.2019

Yonca Yüzügüllü Karakuş Günce Göç

https://doi.org/10.35414/akufemubid.463776

Abstract

Katalazlar
antioksidan metalloenzimler sınıfına dahil olup başlıca işlevleri hidrojen
peroksidin (H₂O₂) su ve moleküler oksijene
parçalanmasıdır. Temel fonksiyonlarının yanında düşük seviyede peroksidaz
ve(ya) oksidaz aktivitesi göstererek izoniazid (antitüberküloz ilacı) sentezi
gibi tıbbi öneme sahip bazı bileşiklerin sentezini destekledikleri
bilinmektedir. Yakın bir geçmişte Bacillus
pumilus tarafından üretilen 'Fe/hem' grubu içeren bir enzimin katalaz,
peroksidaz ve penisilin oksidaz aktiviteleri gösterdiği yayınlanmıştır. Bunun
üzerine bu enzimin hem diğer katalaz, peroksidaz ve katalaz-peroksidazlar ile
karşılaştırılması hem de ikincil peroksidaz/oksidaz özelliğinin ayrıntılı
olarak irdelenebilmesi için enzimi kodlayan katX2
geninin klonlanması ve Escherichia coli’de
üretimi gerçekleştirilmiştir. Restriksiyon enzimlerinden bağımsız
gerçekleştirilen klonlama tekniğinde ilk olarak B. pumilus Y7’den elde edilen katX2
geni kimerik primerler (5'katX2; 3'katX2) ile bir araya getirilerek megaprimer
oluşturulmuş ve sonrasında bu megaprimer ekspresyon vektörüne başarılı bir
şekilde aktarılmıştır. 510 amino asitten oluşan olgun proteini kodlayan katX2 genini taşıyan pET28aTEV vektörü E. coli BL21 (DE3 star) hücrelerine
transforme edilmiştir. Transformantlarda katalaz aktivitesi için en yüksek
değer (800 µmol ml^-1 dak^-1) 30ºC’de, IPTG (0,1 mM)
varlığında, 120 rpm çalkalama hızında 24 saat büyütüldüğü ekspresyon
koşullarında ulaşılmıştır.

Keywords

Katalaz, Peroksidaz, Oksidaz, Bacillus pumilus

References

• Chelikani, P., Fita, I., Loewen, P.C., 2004. Diversity of structures and properties among catalases. Cellular and Molecular Life Sciences, 61, 192–208.
• Chen, N., Teng, X.-L., Xiao, X.-G., 2017. Subcellular localization of a plant catalase-phenol oxidase, AcCATPO, from Amaranthus and identification of a non-canonical peroxisome targeting signal. Frontiers in Plant Science, 8, 1–11.
• Laemmli, U.K., 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680–685.
• Díaz, A., Loewen, P.C., Fita, I., Carpena, X., 2012. Thirty years of heme catalases structural biology. Archives of Biochemistry and Biophysics. 525, 102–110.
• Loncar, N., Fraaije, M.W., 2015. Catalases as biocatalysts in technical applications: current state and perspectives. Applied Microbiology and Biotechnology, 99, 3351–3357.
• Loncar, N., Fraaije, M.W., 2015. Not so monofunctional-a case of the thermostable Thermobifida fusca catalase with peroxidase activity. Applied Microbiology and Biotechnology, 99, 2225–2232.
• Merle, P.L., Sabourault, C., Richier, S., Allemand, D., Furla, P., 2007. Catalase characterization and implication in bleaching of a symbiotic anemone. Free Radical Biology and Medicine, 42, 236–246.
• Nicholls, P., Fita, I., Loewen, P.C., 2001. Enzymology and structure of catalases. Advances in Inorganic Chemistry, 51, 51–106.
• Nicholls, P., 2012. Classical catalase: ancient and modern. Archives of Biochemistry and Biophysics, 525, 95–101.
• Putnam, C.D., Arvai, A.S., Bourne, Y., 2000. Active and inhibited human catalase structures: ligand and NADPH binding and catalytic mechanism. Journal of Molecular Biology, 296, 295–309.
• Sangar, S., Pal, M., Moon, L.S., Jolly, R.S., 2012. A catalase-peroxidase for oxidation of β–lactams to their (R)-sulfoxides. Bioresource Technology, 115, 102–110.
• Sertel, A., 2016. İzmit ve çevresindeki topraklardan izole edilen Bacillus türlerinin moleküler yöntemlerle tanımlanması ve biyokimyasal karakterizasyonu. Yüksek Lisans Tezi, Kocaeli Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü, Kocaeli, 94.
• Sevinc, M.S., Mate, M.J., Switala, J., Fita, I., Loewen, P.C., 1999. Role of the lateral channel in catalase HPII of Escherichia coli. Protein Science, 8, 490–498.
• Stevenson, J., Krycer, J.R., Phan, L., Brown, A.J., 2013. A practical comparison of ligation-independent cloning techniques. PLoS ONE, 8, 1–7.
• Sun, Y., Sriramajayam, K., Luo, D., Liao, D.J., 2012. A quick, cost-free method of purification of DNA fragments from agarose gel. Journal of Cancer, 23, 93–95.
• Teng, X.-L., Chen, N., Xiao, X.-G., 2016. Identification of a catalase-phenol oxidase in betalain biosynthesis in red amaranth (Amaranthus cruentus). Frontiers in Plant Science, 6, 1228.
• Vetrano, A.M., Heck, D.E., Mariano, T.M., Mishin, V., Laskin, D.L., Laskin, J.D., 2005. Characterization of the oxidase activity in mammalian catalase. The Journal of Biological Chemistry, 280, 35372–35381.
• Yuzugullu, Y., Trinh, C.H., Smith, M.A., Pearson, A.R., Phillips, S.E.V., Sutay Kocabas, D., Bakir, U., Ogel, Z.B., McPherson, M.J., 2013. Structure, recombinant expression and mutagenesis studies of the catalase with oxidase activity from Scytalidium thermophilum. Acta Crystallographica Section D, 69, 398–408.