Kafeik Asit İçeren Kitozan Kaplı Lipozomların Geliştirilmesi ve Antioksidan Etkinliğinin İncelenmesi

Abstract

Amaç: Bu çalışmada, güçlü antioksidan etkisi bilinen kafeik asitin kaplı olmayan ve kitozan kaplı lipozom formülasyonlarının geliştirilmesi, in vitro karakterize edilmesi, salım ve hücre geçiş çalışmaları yapılarak kitozan kaplamanın, kafeik asitin deriden geçişini artırmadaki katkısının incelenmesi ve bu sayede uzatılmış antioksidan etkinliğinin değerlendirilmesi amaçlanmıştır. Gereç ve Yöntemler: Yeni geliştirilen kitozan kaplı ve kaplı olmayan lipozomların karakterizasyon parametreleri (partikül büyüklüğü ve dağılımı, zeta potansiyel, polidispersite indeksi ve yükleme etkinliği) ölçülmüş, farklı kitozan konsantrasyonları ile hazırlanan kaplı lipozomlardan optimum formülasyon belirlenmiştir. In vitro salım çalışmaları yapılmış ve formülasyonların stabiliteleri tayin edilmiştir. Hücre kültürü çalışmaları kapsamında, fare fibroblast hücre hattı (L929) kullanılarak sitotoksisite testi ve hücre geçiş çalışmaları yapılmıştır. Geliştirilen formülasyonların antioksidan aktivitesi, 1,1-difenil-2-pikrilhidrazil (DPPH●) ve (2,2-Azino-bis3-etilbenzotiyazolin-6-sülfonik asit) (ABTS●+) radikal süpürücü etki ile belirlenmiştir. Bulgular: Kafeik asit yüklü lipozomal formülasyonlar başarıyla geliştirilmiş ve karakterize edilmiştir. Toksisite çalışmasına göre, kafeik asit çözeltisi (250 µg/mL ve altındaki konsantrasyonlar) ve kafeik asit yüklü geliştirilen lipozomal formülasyonlar toksik bulunmamıştır. In vitro salım ve hücre geçiş çalışması sonucu elde edilen kafeik asit miktarlarının, DPPH● ve ABTS●+ radikallerini süpürücü etkisi ispatlanmıştır. Sonuç: Sonuç olarak, toksik etkisi bulunmayan, yeni, kafeik asit yüklü kaplı olmayan ve kitozan kaplı lipozomlar başarıyla geliştirilmiş, kitozan kaplamanın deriye olan yüksek afinitesi ve uzatılmış antioksidan etkinliği kanıtlanmış ve topikal uygulama için potansiyel oluşturabileceği düşünülmektedir.

Keywords

• Fenolik asit
• lipozom
• antioksidanlar

Development and Evaluation of Antioxidant Effectiveness of Chitosan Coated Liposomes Containing Caffeic Acid

Abstract

Aim: In this study, it was aimed to develop uncoated and chitosan-coated liposome formulations containing caffeic acid which has a strong antioxidant effect, to characterize in vitro and to investigate of the contribution of chitosan coating to increase the permeation of caffeic acid through by skin release and permeation studies, and to evaluate its sustained antioxidant effect. Material and Methods: Characterization parameters (particle size and distribution, zeta potential, polydispersity index and ancapsulation efficiency) were measured, The optimum formulation was determined from coated liposomes prepared with different concentrations of chitosan. In vitro release studies of newly developed chitosan coated and uncoated liposomes were performed and stabilities of formulations were determined. Within the scope of cell culture studies, cytotoxicity test and cell permeation study were performed with using L929 mouse fibroblast cell line. Antioxidant activities of liposomal formulations were measured using 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH●) ve 2,2'-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulphonic acid (ABTS●+) radical scavenging effect. Results: Caffeic acid loaded liposomes were developed successfully and characterized. According to the toxicity study, caffeic acid solution (250µg/mL and below concentrations) and liposomal formulations were not toxic. The scavenging effects of DPPH● and ABTS●+ radicals of the amounts of caffeic acid obtained as an end of result of the in vitro release and cell permeation studies were proven. Conclusion: In conclusion, novel uncoated and chitosan coated liposomes containing caffeic acid have been successfully developed, high affinity to the skin of chitosan coating and the sustained antioxidant effects of liposomes were proven and are thought to be potential for topical application.

Keywords

• Phenolic acid
• liposom
• antioxidants

References

1. 1. Chung TW, Yang MC, Tsai WJ. A fibrin encapsulated liposomes-in-chitosan matrix (FLCM) for delivering water-soluble drugs influences of the surface properties of liposomes and the crosslinked fibrin network. Int J Pharm. 2006; 311(1-2): 122-9.
2. 2. Değim Z, Mutlu NB, Yılmaz Ş, Eşsiz D, Nacar A. Investigation of liposome formulation effects on rivastigmine transport through human colonic edenocarcinoma cell line (Caco-2). Pharmazie. 2010; 65(1): 32-40.
3. 3. Barenholz Y. Liposome application: Problems and prospects. Curr Opin Colloid In. 2001; 6(1): 66-77.
4. 4. Büyüktuncel E, Yücel Ç, Kaynak MS, Aktaş Y. Development of a HPLC method for the determination of cyclosporine A from chitosan nanoparticles. Lat Am J Pharm. 2012; 31(8): 1083-8.
5. 5. Park SN, Jo NR, Jeon SH. Chitosan-coated liposomes for enhanced skin permeation of resveratrol. J Ind Eng Chem. 2014; 20(4): 1481-5.
6. 6. Tırnaksız F. Kozmetik ürünlerde kozmesötik olarak antioksidanların, peptit ve proteinlerin kullanımı ve önemi. Int J Med Sci. 2006; 2(17): 6-18.
7. 7. Canelas V, Teixeira da Costa C. Quantitative HPLC analysis of rosmarinic acid in extracts of Melissa Officinalis and spectrophotometric measurement of their antioxidant activities. J Chem Educ. 2007; 84(9): 1502-4.
8. 8. Gülçin İ. Comparison of in vitro antioxidant and antiradical activities of L-tyrosine and L-dopa. Amino Acids. 2007; 32(3): 431-8.

9. 9. Elliot JG. Application of antioxidant vitamins in foods and beverages. Food Technol. 1999; 53(2): 46-8.
10. 10. Saija A, Tomaino A, Trombetta D, De Pasquale A, Uccella N, Barbuzzi T, et al. In Vitro and in vivo evaluation of caffeic and ferulic acids as topical photoprotective agents. Int J Pharm. 2000; 199(1): 39-47.
11. 11. Magnani C, Isaac VLB, Correa MA, Salgado HRN. Caffeic acid: a review of its potential use inmedications and cosmetics. Anal Methods. 2014; 6(10): 3203-6.
12. 12. Wang H, Provan GJ, Helliwell K. Determination of rosmarinic acid and caffeic acid in aromatic herbs by HPLC. Food Chem. 2004; 87(2): 307-11.
13. 13. Bangham AD, Standish MM, Watkins JC. Diffusion of univalent ions across the lamellae of swollen phospholipids. J Mol Biol. 1965; 13(1): 238-52.
14. 14. Gyamfi M, Yonamine M, Aniya Y. Free-radical scavenging action of medicinal herbs from ghana thonningia sanguinea on experimentally induced liver injuries. Gen Pharmacol. 1999; 32(6): 661-7.
15. 15. Re R, Pellegrini NP, Proteggente A, Pannala A, Yang M, Rice-Evans C. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radic Biol Med. 1999; 26(9-10): 1231-7.
16. 16. Akiladevi D, Basak S. Ethosomes A noninvasive approach for transdermal drug delivery. Int J Curr Pharm Res. 2010;2(4):1-4.
17. 17. Pate K, Safier P. Chemical metrology methods for CMP quality. In: Suryadevara B, editor. Advances in chemical mechanical planarization (CMP). Oxford: Woodhead Publishing; 2016. p. 299-325.
18. 18. Katuwavila NP, Chandani Perera ADL, Karunaratne V, Amaratunga GAJ, Nedra Karunaratne D. Improved delivery of caffeic acid through liposomal encapsulation. J Nanomater. 2016; 9701870: 1-7.
19. 19. Ingels F, Deferme S, Destexhe E, Oth M, Van den Mooter G, Augustijns P. Simulated intestinal fluid as transport medium in the Caco-2 cell culture model. Int J Pharm. 2002; 232(1-2): 183-92.
20. 20. Singh DP, Verma S, Prabha R. Investigations on antioxidant potential of phenolic acids and flavonoids: The common phytochemical ingredients in plants. Int J Plant Physiol Biochem. 2018; 6(3): 1-5.