Detection of specific spoilage organisms (SSOs) of sea bream (Sparus aurata)

Abstract

The objective of this study was to compare the microflora profiles of gilthead sea bream (Sparus aurata) cultured in net cages and earthen ponds. For this purpose, gilthead sea bream samples were obtained from two different aquaculture facilities in Milas, Muğla—one utilizing net cages and the other earthen ponds—were transported in styropor boxes with ice to the laboratory of the Faculty of Fisheries at Muğla Sıtkı Koçman University. The fish were stored in a cold storage unit at +4°C for 16 days. During this storage period, samples were collected from both groups on intermittent days (0, 3, 6, 9, 12, 14, 15, 16) for the enumeration of mesophilic, psychrotrophic, lipolytic bacteria, and yeast-mold populations. Colonies grown on the culture media were isolated and identification was performed using Gram staining, oxidase testing, and API kits. The results indicated that microbial growth in net cage samples was slightly higher than in earthen pond samples during the initial days of storage. According to the findings, both Gram-positive and Gram-negative bacteria were present in the initially sterile fish flesh during the early stages of storage. However, as storage progressed, Gram-negative oxidase-positive bacterial species became dominant microflora compared to other bacteria. It was observed exhibited a broader spectrum of microorganisms in net cage-cultured fish. Evaluation of the results, based on identification using API kits, revealed that Pseudomonas spp. predominantly constituted the spoilage microflora in both culture systems. The study’s findings highlighted the specific microorganisms that should be monitored in gilthead sea bream facilities based on storage duration. It was determined that the rearing conditions had minimal impact on the dominant spoilage microorganisms. It is suggested that future shelf-life studies could focus on developing methods to inhibit these bacterial species.

Keywords

• Sea bream
• net cage
• earthen ponds
• Gram staining

Çipuranın (Sparus aurata) spesifik bozulma organizmalarının tespit edilmesi

Abstract

Bu çalışmanın amacı ağ kafes ve toprak havuzlarda yetiştiriciliği yapılan çipura balıklarının mikroflora profilini karşılaştırmaktır. Bunun için Muğla Milas’da bulunan iki farklı işletmeden, ağ kafes ve toprak havuzda yetiştirilen çipura balıkları strafor kutularda buzlanarak Muğla Sıtkı Koçman Üniversitesi Su Ürünleri Fakültesi işleme laboratuvarına getirilmiştir. Soğuk depoda (+4°C) 16 gün boyunca muhafaza edilmiş ve depolama boyunca aralıklı günlerde (0, 3, 6, 9, 12, 14, 15, 16) her iki grup balıktan da örnekler alınıp mezofilik, psikrotrofik, lipolitik bakteri ve maya küf ekimleri yapılmıştır. Ekimlerde gelişen kolonilerden izolatlar alınarak Gram boyama, okidaz testi ve API kitleri ile tanımla yapılmıştır. Yapılan ekimlerde ağ kafes örneklerindeki mikroorganizma artışının ilk günlerde toprak havuzdan biraz daha fazla olduğu tespit edilmiştir. Elde edilen sonuçlara göre başta steril olan balık etinde depolamanın ilk günlerinde Gram(+) ve Gram(-) bakterilerin mevcut olduğu ancak depolamanın ilerleyen günlerinde Gram(-) oksidaz pozitif bakteri türlerinin diğer bakterilere göre dominant mikroflora haline geldiği tespit edilmiştir. Ağ kafesten temin edilen çipura balıklarında toprak havuzdan daha geniş mikroorganizma yelpazesine sahip olduğu tespit edilmiştir. Çalışma sonuçları API kitleri ile yapılan tanımlama sonuçları ile değerlendirildiğinde her iki yetişme türü için de bozulma mikroflorasının dominant olarak Pseudomnas spp. olduğu tespit edilmiştir. Çalışma sonunda elde edilen verilerle çipura işletmelerinde depolama süresine bağlı olarak hangi tür mikroorganizmalara dikkat edileceği ortaya konulmuştur. Yetiştirme koşullarının balığın dominant bozulma mikroorganizması üzerine fazla bir etkisinin olmadığı tespit edilmiştir. Bundan sonra yapılacak raf ömrü çalışmalarında bu tür bakterilerin inhibe edilebilmesi için yöntemlerin geliştirilmesi üzerine durulabileceği düşünülmektedir.

Keywords

• Çipura
• mikroflora
• ağ kafes
• toprak havuz
• Gram boyama

References

1. Bekaert K, Devriese L, Maes S, Robbens J. 2015. Characterization of the dominant bacterial communities during storage of Norway lobster and Norway lobster tails (Nephrops norvegicus) based on 16S rDNA analysis by PCR-DGGE. Food Microbiology. 46 (2015) 132e138
2. Chouliara I, Savvaidis IN, Panagiotakis N, Kontominas MG. 2004. Preservation of salted, vacuum-packaged, refrigerated sea bream (Sparus aurata) fillets by irradiation: microbiological, chemical and sensory attributes. Food Microbiology. 21:351–359
3. Çaklı Ş, Kışla D. 2003. Su ürünlerinde mikrobiyal kökenli bozulmalar ve önleme yöntemleri. E.Ü. Su Ürünleri Dergisi. 20(1-2):239 – 245
4. Çapkın K. 2008. Kadife balığı (Tinca Tinca L., 1758) köftesinin buzdolabı koşullarında muhafazası sırasında meydana gelen bazı kimyasal ve mikrobiyolojik değişimler. Afyon Kocatepe Üniv. Fen Bilim. Enst. Gıda Mühendisliği Bölümü Yüksek Lisans Tezi. s: 1-8
5. FDA/BAM (U.S. Food & Drug Administration/Bacteriological Analytical Manual) 2025. Chapter 3: Aerobic Plate Count. May 2025 Edition https://www.fda.gov/food/laboratory-methods-food/bam-chapter-3-aerobic-plate-count
6. Gram L, Dalgaard P. 2002. Fish spoilage bacteria – problems and solutions. Current Opinion in Biotechnology. 13:262–266
7. Gram L, Huss HH. 1996. Microbiological spoilage of fish and fish products, International Journal of Food Microbiology. 33:121-137
8. Gürgün V, Kadir Halkman K. 1990. Mikrobiyolojide Sayım Yöntemleri. 2. Baskı. Gıda Teknolojisi Derneği Yayın no 7. 146 s

9. Halkman K. 2005. Merck Gıda Mikrobiyolojisi Uygulamaları. Ed. AK Halkman. Başak Matbaacılık Ltd. Şti., Ankara, 358 s
10. Hariggan WF, McCance ME. 1976. Laboratory methods in food and dairy microbiology. Academic Press London. pp. 78e79
11. Hisar AŞ, Hisar O, Yanık T. 2004. Balıklarda mikrobiyolojik, enzimatik ve kimyasal bozulmalar. Atatürk Üniversitesi Ziraat Fakültesi Dergisi. 35 (3-4):261-265
12. ICMSF 1986. International Commission on Microbiological Specifications for foods. In: Microorganisms in Foods. Sampling for Microbiological Analysis: Principles and Scientific Applications. vol. 2. Toronto, Canada. ICMSF (eds). University of Toronto Press
13. Marco PD, Petochi T, Marino G, Priori A, Finoia MG, Tomassetti P, Porrello S, Giorgi G, Lupi P, Bonelli A, Parisi G, Poli BM. 2017. Insights into organic farming of European sea bass Dicentrarchus labrax and gilthead sea bream Sparus aurata through the assessment of environmental impact, growth performance, fish welfare and product quality. Aquaculture 471, 92–105
14. Öksüztepe G, Çoban EÖ, Güran HŞ. 2010. Sodyum laktat ilavesinin taze gökkuşağı alabalığından (Oncorhynchus mykiss W.) yapılan köftelere etkisi. Kafkas Üniversitesi Veteriner Fakültesi Dergisi. doi:10.9775/Kvfd.2009.1470, 16:65-72
15. Parlapani FF, Mallouchos A, Haroutounian SA, Boziaris IS. 2014. Microbiological spoilage and investigation of volatile profile during storage of sea bream fillets under various conditions. International Journal of Food Microbiology. 189:153–163
16. Parlapani FF, Meziti A, Kormas KA, Boziaris IS. 2013. Indigenous and spoilage microbiota of farmed sea bream stored in ice identified by phenotypic and 16S rRNA gene analysis. Food Microbiology. 33:85-89
17. Serdaroğlu M, Barış P. 2012. Et ve et ürünlerinde biyokoruyucuların kullanımı. Gıda Teknolojisi Haber, https://www.gidateknolojisi.com.tr/haber/2012/10/et-ve-et-urunlerinde-biyokoruyucularin-kullanimi. Erişim 30 Eylül 2025.
18. Tryfinopoulou P, Tsakalidou E, Nychas G-JE. 2002. Characterization of Pseudomonas spp. associated with spoilage of gilt-head sea bream stored under various conditions. Applied and Environmental Microbiology. 68(1): 65-72
19. Tsironi TN, Taoukis S. 2010. Modelling microbial spoialge and quality of gilthead seabream fillets: combined effect of osmotic pretreatment, modified atmosphere packaging and nisin on shelf life. Journal of Food Science. 75:243-251