İnce Hücre Tabaka Tekniğinin ve Besin Ortamı İçeriklerinin Laurus nobilis L. Eksplantlarının Rejenerasyon ve Kararma Karakteristiklerine Etkileri

Öz

Bu çalışmanın amacı, İnce Hücre Tabaka (TCL) sistemi kullanılarak Laurus nobilis L. bitkisinin rejenerasyonu ve kararması üzerine eksplant kaynağı, eksplant tipi ve farklı konsantrasyonlarda sükroz, aktif karbon ve Hindistan cevizi sütü içeren MS ortamı kompozisyonunun etkilerini araştırmaktır. Enine kesilmiş sap TCL eksplantlarında yaprak eksplantlarına kıyasla daha yüksek oranda kallus (%57.15) ve sürgün (%2) rejenerasyonu ve daha düşük oranda kararma belirlenmiştir. Yaprak eksplantlarında %1.33 oranında kallus rejenerasyonu elde edilirken; sürgün rejenerasyonu elde edilememiştir. Arazideki dişi Laurus nobilis L. ağacından alınan eksplantlarda daha fazla kallus rejenerasyonu (%35,17) elde edilirken; in vitro koşullarda çimlendirilen tohumlardan alınan eksplantlarda daha yüksek oranda sürgün rejenerasyonu (%1,5) ve daha düşük oranda kararma belirlenmiştir. Şeker denemelerinde, en yüksek kallus rejenerasyonu (%40,83) 30 g/L sükroz içeren besin ortamında; en yüksek sürgün rejenerasyonu (%2,5) 45 g/L ve 60 g/L sükroz içeren besin ortamında elde edilmiştir. Eksplant kaynağı, eksplant tipi ve besin ortamı kompozisyonu interaksiyonu beraber incelendiğinde, en yüksek kallus rejenerasyonu (%100) 25 mL/L Hindistan cevizi sütü içeren besin ortamında kültüre alınan arazi kaynaklı sap eksplantlarında; en yüksek sürgün rejenerasyonu (%6,6) 30 g/L, 45 g/L ve 60 g/L sükroz içeren besin ortamında kültüre alınan in vitro kaynaklı sap TCL eksplantlarında; en düşük kararma yüzdesi (%50), 2 g/L aktif karbon içeren besin ortamında kültüre alınan in vitro kaynaklı sap TCL eksplantlarında elde edilmiştir.

Anahtar Kelimeler

• Laurus nobilis L.
• Kallus
• in vitro
• rejenerasyon
• İnce hücre tabaka

Effects of Thin Cell Layer Technique and Nutrient Media Contents of Regeneration and Browning Characteristics of the Laurus nobilis L. Explants

Öz

The aim of this study is in order to investigate the effects of explant source, explant type and MS media composition containing different concentrations of sucrose, activated carbon and Coconut milk for regeneration and browning of Laurus nobilis L. using thin cell layer (TCL) culture system. A higher rate of callus (57.15%) and shoot (2%) regeneration and a lower rate of blackening were determined in transversely cut stem TCL explants compared to leaf explants. While 1.33% callus regeneration was achieved in leaf explants; shoot regeneration could not be achieved. While more callus regeneration (35.17%) was found in explants taken from the field, more shoot regeneration (1.5%) and lower rate of browning were obtained in explants taken from in vitro. In the sugar trials, the highest callus regeneration (40.83%) was defined in MS medium containing 30 g/L sucrose supplemented with 1 mg/L BAP, and the highest shoot regeneration (2.5%) was determined in MS medium containing 45 g/L and 60 g/L sucrose supplemented with 1 mg/L BAP. When explant type, explant source and nutrient media composition are considered together; the highest callus regeneration (100%) was obtained in field-sourced stem TCL explants cultured in medium containing 25 mL/L coconut milk and 1 mg/L BAP. The highest shoot regeneration (6.6%) was determined in in vitro stem TCL explants cultured in MS media containing 30, 45, 60 g/L sucrose and 1 mg/L BAP. The lowest percentage of browning (50%) was obtained from in vitro stem TCL explants cultured in MS medium containing 2 g/L activated carbon and 1 mg/L BAP.

Anahtar Kelimeler

• browning
• callus
• laurus nobilis l.
• regeneration
• thin cell layer

Kaynakça

1. [1] Baydar, H. (2009). Tıbbi ve Aromatik Bitkiler Bilimi ve Teknolojisi. Süleyman Demirel Üniversitesi Ziraat Fakültesi Yayınları. Turkey, 339.
2. [2] Boza, A. (2011). Karaburun Çeşme ve Dilek Yarımadası’nda Bulunan Doğal Defne (Laurus nobilis L.) Populasyonları Üzerinde Araştırmalar. Doktora Tezi, Ege Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü, İzmir.
3. [3] Canhoto, J.M., Lopes, M.L., & Cruz, G.S. (1999). Somatic Embryogenesis Induction in Bay Laurel (Laurus nobilis L.). Somatic Embryogenesis in Woody Plants, 4, 341-367.
4. [4] Boza, A., & Altun, Z.G. (2013). Karaburun, Urla (Çeşme yarımadası) ve Dilek yarımadasında bulunan doğal defne (Laurus nobilis L.) popülasyonlarında fenolojik gözlemler ve yağ analizleri. Ege Ormancılık Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü Teknik Bülten, Türkiye.
5. [5] Başer, B.C., Yılmaz, A., & Mutlu, O.A. (2018). Defne İşleme ve Paketleme Tesisi Ön Fizibilitesi Raporu. Batı Karadeniz Kalkınma Ajansı, Türkiye.
6. [6] Özçelik, H., & Balabanlı, C. (2005). Burdur ilinin tıbbi ve aromatik bitkileri. 1. Burdur Sempozyumu. 16 - 19 Kasım, Burdur, 1127- 1137.
7. [7] Rady, M.R., & Youssef, A.A. (1999). Comparison Of Essentıal Oils And Fats from In Vitro Cultures And Field Collected Material Of Laurus Nobilis. Journal of Agricultural Sciences Mansoura University, 24(7): 3401 - 3412.
8. [8] Parlar, E. (2017). Laurus nobilis L. (Akdeniz Defnesi) Bitkisinde Flow Sitometri Yöntemi ile Cinsiyet Tayini. Yüksek Lisans Tezi, Namık Kemal Üniversitesi, Fen Bilimler Enstitüsü, Tekirdağ.

9. [9] Yılmaz, A., & Çiftçi, V. (2021). Türkiye’de Defne (Laurus nobilis L.) Bitkisinin Durumu. Avrupa Bilim ve Teknoloji Dergisi, 22, 325-330.
10. [10] Al Gabbiesh, A.H., Ghabeish, M.H.I., Kleinwächter, M., & Selmar, D. (2015). Plant Regeneration Through Somatic Embryogenesis From Calli Derived From Leaf Bases of Laurus nobilis L. (Lauraceae). Plant Tissue Culture and Biotechnology, 24(2), 213–221.
11. [11] Gürel, A., Hayta, Ş., Nartop, P., Bayraktar, M., &Fedakar S.O. (2013). Bitki Hücre, Doku ve Organ Kültürü Uygulamaları. Ege Üniversitesi Basım Evi. İzmir, 1-16.
12. [12] Dinçer, D., Bekçi. B., & Bekiryazıcı. F. (2016). Türkiye’deki Doğal Bitki Türlerinin Üretiminde Doku Kültürü Tekniklerinin Kullanımı. Nevşehir Bilim Ve Teknoloji Dergisi, 5, 295–295.
13. [13] Babaoğlu, M., Gürel, E., Özcan, S. (2002). Bitki Biyoteknolojisi. Selçuk Üniversitesi Yayınları. Konya, 374.
14. [14] Erkoyuncu, M.T., & Yorgancılar, M. (2015). Bitki Doku Kültürü Yöntemleri ile Sekonder Metabolitlerin Üretimi. Selçuk Tarım Bilimleri Dergisi, 2(1), 66-76.
15. [15] Gallego, A. (2023). In Vitro Plant Regeneration Overview: Understanding Organogenesis vs. Somatic Embryogenesis. https://goldbio.com/articles/article/Plant-Regeneration-Overview-Organogenesis-vs-Somatic-Embryogenesis.
16. [16] Long, Y., Yang, Y., Pan, G. & Shen, Y. (2022). New Insights Into Tissue Culture Plant-Regeneration Mechanisms. Frontiers in Plant Science, 13, 926752.
17. [17] Tran Thanh Van, K. (1980). Control of Morphogenesis by Inherent and Exogenously Applied Factors in Thin Cell Layers. International Review of Cytology, 32, 291-311.
18. [18] Tran Thanh Van, M. (2003). Thin Cell Layer Culture System: Regeneration and Transformation Applications. Kluwer Academic Publisher. Netherlands, 1-16.
19. [19] Güngör, H.H., Bayraktar, M., & Gürel, A. (2022). Bitki Doku Kültürlerinde İnce Hücre Tabaka (TCL) Kültür Sistemi. Ömer Halisdemir Üniversitesi Mühendislik Bilimleri Dergisi, 11(2), 449-460.
20. [20] Teixeira Da Silva, J.A., & Dobranszki, J. (2015). Dissecting the Concept of the Thin Cell Layer: Theoretical Basis and Practical Application of the Plant Growth Correction Factor to Apple, Cymbidium and Chrysanthemum. Journal of Plant Growth Regulation, 33, 881–895.
21. [21] Tripathi, D., Rai, K.K., Rai, S.K., & Rai, S.P. (2018). An Improved Thin Cell Layer Culture System for Efficient Clonal Propagation and İn vitro Withanolide Production in a Medicinal Plant Withania coagulans. Dunal Industrial Crops and Products, 119, 172–182.
22. [22] Sabooni, N., & Shekafandeh, A. (2017). Somatic Embryogenesis and Plant Regeneration of Blackberry Using the Thin Cell Layer Technique. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 130(2), 313–321.
23. [23] Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant, 15, 473- 497.
24. [24] Hossain, M.M., Kant, R., Pham, V., & Winarto, B. (2013). The Application of Biotechnology to Orchids. Critical Reviews in Plant Sciences, 32, 69–139.
25. [25] Da Silva, J.A.T., Altamura, M.M., & Dobranszki, J. (2015). The Untapped Potential of Plant Thin Cell Layers. Journal of Horticultural Research, 23(2), 127-131.
26. [26] Monja-Mio, K.M., & Robert, M.L. (2013). Direct Somatic Embryogenesis of Agave fourcroydes Lem. through Thin Cell Layer Culture. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 49(5), 541-549.
27. [27] Ekmekçigil, M., Bayraktar, M., Akkuş, Ö., & Gürel, A. (2019). High-frequency Protocorm-like Bodies and Shoot Regeneration through a Combination of Thin Cell Layer and RITA® Temporary Immersion Bioreactor in Cattleya forbesii Lindl. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 136, 451–464.
28. [28] Küçükrecep, A., & Tekdal, D. (2021). Callus Induction from Leaf and Stem Explants of Selected Turkish Genotypes of Common Bean. Acta Scientific AGRICULTURE, 5(11), 2-5.
29. [29] Mahood, H.E., Sarropoulou, V., & Tzatzani, T.T. (2022). Efect of explant type (leaf, stem) and 2,4-D concentration on callus induction: infuence of elicitor type (biotic, abiotic), elicitor concentration and elicitation time on biomass growth rate and costunolide biosynthesis in gazania (Gazania rigens) cell suspension cultures. Bioresources and Bioprocessing, 9(100), 1-14.
30. [30] Häkkinen, S.T., Nygren, H., Nohynek, L., Puupponen Pimiä, R., Heiniö, R.L., Maiorova, N., Rischer, H., & Ritala, A. (2020). Plant cell cultures as food—aspects of sustainability and safety. Plant Cell Reports, 39, 1655–1668.
31. [31] George, E.F. (2008). Plant propagation by tissue culture. Springer, Holanda, 1–28.
32. [32] Stanica, F., Standardi, A., Hoza, D., & Tudor, T.A. (1992). Studies on Micropropagation of Laurel (Laurus nobilis L.). Horticultura, 35, 83-90.
33. [33] Blakesley, D., & Constantine, D. (1992). Uptake and metabolism of 6-benzyladenine in shoot cultures of a range of species. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 28, 183-186.
34. [34] Çetin, N., Güler, B., & Gürel, A. (2021). In Vitro Regeneration Potential of Thin Cell Layer Explants of Lentisk (Pistacia lentiscus var. Chia) Plant. Bilecik Şeyh Edebali Üniversitesi Fen Bilimleri Dergisi, 8(2), 960-977.
35. [35] Taiz, L., Zeiger, E. (2002). Plant Physiology 3rd Edition. Massachusetts,623.
36. [36] Nhut, D.T., Van Le, B., Fukai, S., Tanaka, M., & Tran Thanh Van, K. (2001). Effects of activated charcoal, explant size, explant position and sucrose concentration on plant and shoot regeneration of Lilium longiflorum via young stem culture. Plant Growth Regulation, 33, 59–65.
37. [37] Gauchan, D.P. (2012). Effect Of Different Sugars On Shoot Regeneration Of Maize (Zea Mays L.). Kathmandu University Journal Of Science, Engineering And Technology, 8(1), 119-124.
38. [38] Zulfiqar, B., Abbasi, N.A., Ahmad, T., & Hafiz, I.A. (2009). Eksplant Kaynaklarının ve Farklı Bitki Büyüme Düzenleyici Konsantrasyonlarının Avokado (Persea americana Mill.) Cv. "Fuerte. Pakistan Botanik Dergisi, 41,2333-2346.
39. [39] Ismail, H., Abdul Shukor, N., Mohd Yusoff, A., Hasnida Hassan, N., Zainudin, F., Abdullah, N., & Abdul Rahman, S.S. (2012). In vitro shoot induction of Acacia auriculiformis from juvenile and mature sources. Journal of Biotechnology and Pharmaceutical Research, 3(5), 88-93.
40. [40] Özkaynak, E., & Samancı, B. (2003). Mikroçoğaltımda Çevresel Kontrol Faktörleri. Anadolu Ege Tarımsal Araştırma Enstitüsü Dergisi, 20(1), 7-18.
41. [41] Thomas, T.D. (2008). The Role of Activated Charcoal in Plant Tissue Culture. Biotechnology Advances, 26(6), 618-631.
42. [42] Souayah, N., Khouja, M.L., Khaldi, A., Rejeb, M.N., & Bouzid, S. (2002). Breeding improvement of Laurus nobilis L. by conventional and in vitro propagation techniques. Journal of Herbs, Spices & Medicinal Plants, 9, 101–105.