In Vitro Regeneration Potential of Thin Cell Layer Explants of Lentisk (Pistacia lentiscus var. Chia) Plant

Öz

The problems encountered in the production of the lentisk trees, which are one of the important endemic plants of our country have led to the use of biotechnological methods. In this research for this purpose, the TCL (Thin Cell Layer) technique was consideredto investigate of in vitro regeneration potential of expants used for production of lentisk. Firstly, the leaf, node and stem parts of the plant were cut by TCL technique and these explants had been cultured in semi-solid MS media supplemented with 2,4-D and KIN at different concentrations (0.1, 0.2, 0.5 and 1.0 mg/L). The highest callus formation percentage was 100% in transverse stem layers and longitudinal node in MS media including 1 mg/L 2,4-D and 1 mg/L KIN. The lowest callus regeneration ratios were found as 26.67% for three explant types (transverse leaf, transverse stem, longitudinal node). Due to the high rate of darkening in regenerated calli, these were transferred primarily to semi-solid media containing different antioxidants (ascorbic acid, citric acid, PVP, active charcole) and after that culturedin liquid media containing different plant growth regulators (IAA, KIN and BAP) to induced somatic embryogenesis. Later, the calli were encapsulated to prevent darkening and the nurse technique was applied with Aloe vera L. and Gossypium hirsutum L. calli as a different application. As a result of all these trials, somatic embryogenesis didn’t occur, but darkening ratio was reduced to 6.67%.

Anahtar Kelimeler

• Lentisk
• TCL
• Regeneration
• Calli
• Darkening

Sakız (Pistacia lentiscus var. Chia) Bitkisine ait İnce Hücre Tabaka Eksplantlarının In Vitro Rejenerasyon Potansiyeli

Öz

Ülkemizin önemli endemik bitkilerinden biri olan sakız ağacının üretiminde yaşanan sorunlar, biyoteknolojik yöntemlerin kullanılmasına yol açmıştır. Bu çalışmada, sakız ağacı üretimine yönelik olarak kullanılan eksplantların in vitro rejenerasyon potansiyellerinin incelenmesi amacıyla, TCL (İnce Hücre Tabaka) tekniği ele alınmıştır. İlk olarak, bitkinin yaprak, nod ve gövde kısımları TCL tekniği ile kesilmiş ve bu eksplantlar, farklı konsantrasyonlarda (0.1, 0.2, 0.5 ve 1.0 mg/L) 2,4-D ve KIN ile desteklenmiş yarı katı MS ortamında kültüre alınmışlardır. En yüksek kallus oluşum yüzdesi, enine gövde ve boyuna nod eksplantlarında %100 olarak 1 mg/L 2,4-D ve 1 mg/L KIN içeren MS ortamında elde edilmiştir. En düşük kallus rejenerasyon oranları ise, üç eksplant tipinde (enine yaprak, enine gövde, boyuna nod) %26,67 olarak bulunmuştur. Rejenere olan kalluslardaki yüksek kararma oranı nedeniyle, bu kalluslar öncelikle farklı antioksidanlar (askorbik asit, sitrik asit, PVP, aktif karbon) içeren yarı katı ortamlara aktarılmışlardır ve ardındansomatik embriyogenezi başlatmak için farklı bitki büyüme düzenleyicileri (IAA, KIN ve BAP) içeren sıvı ortamlarda kültüre alınmışlardır. Daha sonrasında kararmayı önlemek için kalluslar enkapsüle edilmişlerdir ve ayrıca farklı bir uygulama olarak Aloe vera L. yaprakları ve Gossypium hirsutum L. kallusları ile nörs tekniği uygulanmıştır. Tüm bu denemeler sonucunda somatik embriyogenezmeydana gelmemiştir, ancak kararmalar %6,67’ye kadar azalmıştır.  

Anahtar Kelimeler

• Sakız ağacı
• TCL
• Rejenerasyon
• Kallus
• Kararma

Kaynakça

1. Tianlu, M., & Barfod, A. (1980). Anacardiaceae, Fl. Flora Reipublicae Popularis Sinicae, 33, 44-109.
2. Browicz, F.A. (1987). Pistacia lentiscus L. var. Chia (Anacardiacea) on Chios island, Plant Systematics and Evolution, 155(1-4), 189-195
3. Çalar, N. (2013). Sakiz agacı (Pistacia lentiscus L.)'nin Pistacia anaçları (Pistacia vera L., Pistacia khinjuk Stocks, Pistacia atlantica Desf., Pistacia terebinthus L.) üzerine in vitro mikroasilanması, Yüksek Lisans Tezi, D.Ü. Fen Bilimleri Enstitüsü, 120.
4. Onay, A., Yıldırım, H., Uncuoğlu, A. A., Çiftçi, Y. Ö., & Tilkat, E. (2016). Sakız Ağacı (Pistacia lentiscus L.) Yetiştiriciliği. Dicle Üniversitesi Basımevi, 106.
5. Perikos, J. (1993). Te Chios Gum Mastic. Print All Ltd. Athens
6. Akdemir, Ö. F., Tilkat, E., Onay, A., Kılınç, F. M., Süzerer, V., & Çiftçi, Y. Ö. (2013). Geçmişten Günümüze Sakız Ağacı Pistacia lentiscus L. Batman Üniversitesi Yaşam Bilimleri Dergisi, 3(2), 1-28.
7. Kılınç, F. M. (2013). Sakız ağacı (Pistacia lentiscus L.)’nın in vitro klonal mikroçoğaltılması. Yüksek Lisans tezi, Dicle Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü Biyoloji Anabilim Dalı, Diyarbakır, Türkiye.
8. Koç, İ. (2011). Sakız ağacının (Pistacia lentiscus L.) in vitro koşullarda mikroçoğaltımı ve saklanması, Yüksek Lisans Tezi. Gebze Yüksek Teknoloji Enstitüsü, Kocaeli.

9. Acar, İ. (1998). (Pistacia lentiscus L. var. Chia.) sakızı üretiminin geliştirilmesine esas olmak üzere sakızın fiziko-kimyasal yönden incelenmesi. Ormancılık Araştırma Ens. Teknik Rap. Ser. No 35.
10. Ekingen, Z. (2016). P. lentiscus L. Tohumlarının Çimlendirilmesi ile Elde Edilen Aksenik Sürgünlerin TIS Biyoreaktör Sistemi ile Mikroçoğaltılması, Yüksek Lisans tezi, Fırat Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü, Biyoloji Ana Bilim Dalı, Elazığ.
11. Onay, A., Yıldırım, H., & Yavuz, M. A. (2016). Sakız Ağacı (Pistacia lentiscus L.) Yetiştiriciliği ve Reçinesi. Batman Üniversitesi Yaşam Bilimleri Dergisi;6(2/2), 133-144.
12. Ranjan, A., & Khokhani, D. (2017), Scope and Importance of plant biotechnology in crop improvement, Plant Biotechnology, 1, 27-44.
13. Ranjan, T., Sahni, S., Prasad, B. D., Kumar, R. R., Rajani, K., Jha, V. K., Sharma, V., Kumar M, & Kumar, V. (2017). Sterilization technique, In Plant Biotechnology, 1, 69-86.
14. Aggarwal, D., Kumar, A., & Kumar, A. (2019). Plant tissue culture for commercial propagation ofeconomically important plants. Industrial Biotechnology: Plant Systems, Resources and Products, De Gruyter, Berlin, 121.
15. Gürel, A., Hayta, S., Nartop, P., Bayraktar, M. ve Orhan-Fedakar, S., 2013. Bitki Hücre, Doku ve Organ Kültürü Uygulamaları, Ege Üniversitesi Basımevi, 47-66.
16. Onay, A. (2005). Pistachio (Pistacia vera L.). In Protocol for Somatic Embryogenesis in Woody Plants. Springer, 289-300.
17. Onay, A. (2003). Micropropagation of pistachio. In Micropropagation of woody trees and fruits, 565-588.
18. Da Silva J. A., & Nhut D. T. (2003). Control of plant organogenesis: genetic and biochemical signals in plant organ form and development. In Thin cell layer culture system: regeneration and transformation applications. 135– 90.
19. Tran Thanh Van, M. (1973). In vitro de novo flower, bud, root and callusdifferentiation from excised epidermal tissue, Nature, 246, 44-45.
20. Tran Thanh Van, M., Dien, N. T., & Chlyah, A. (1974). Regulation oforganogenesis in small explants of superficial tissue of Nicotiana tabacum L., Planta, 119,149-159.
21. Tran Thanh Van, K., & Gendy, C. (1996) Thin cell layer (TCL) method toprogramme morphogenetic patterns, Plant Tissue Culture Manual, 114, 1-25.
22. Raomai, S., Kumaria, S., Kehie, M., & Tandon, P. (2015). Plantlet regeneration of Paris polyphylla Sm. via thin cell layer culture and enhancement of steroidal saponins in mini-rhizome cultures using elicitors. Plant growth regulation, 75(1), 341-353.
23. Da Silva J. A. (2013). The role of thin cell layers in regeneration and transformation in orchids. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 113(2), 149-161.
24. Da Silva J. A., Altamura, M. M., & Dobránszki, J. (2015). The untapped potential of plant thin cell layers. Journal of Horticultural Research, 23(2), 127-131.
25. Hossain, M. M., Kant, R., Van, P. T., Winarto, B., Zeng, S., Teixeira da Silva, J. A. (2013). The application of biotechnology to orchids. Critical Reviews in Plant Sciences, 32(2), 69-139.
26. Da Silva J. A. (2003) Thin cell layer technology for induced response and control of rhizogenesis in chrysanthemum. Plant Growth Regul, 39:67–76
27. Tran Thanh Van M. (2003). Thin cell layer concept. In Thin Cell Layer Culture System: Regenerationand Transformation Applications. 1-16.
28. Da Silva J. A. & Dobránszki, J. (2015). Plant thin cell layers: update and perspectives. Folia Horticulturae, 27(2), 183-190.
29. Mederos-Molina, S., & Trujillo, M. I. (1999). Elimination of browning exudateand in vitro development of shoots in Pistacia vera L. cv. mateur and Pistaciaatlantica desf. culture. Acta Societatis Botanicorum Poloniae, 68(1), 21-24.
30. Tabiyeh, D. T., Bernard, F., & Shacker, H. (2006). Investigation ofglutathione, salicylic acid and GA3 effects on browning in Pistacia vera shoottips culture. In IV International Symposium on Pistachios and Almonds, 726, 201-204.
31. Vasconcelos, C. M., Oliveira, E. B., Arantes, L. F., Rossi, S. N., Rocha, R. L., Puschmann, R., & Chaves, J. B. P. (2020). Antibrowning effect of thecombination of ascorbic, citric and tartaric acids on quality of minimallyprocessed yacon (Smallanthus sonchifolius). Boletim do Centro de Pesquisa de Processamento de Alimentos, 36(2).
32. Heidari-Zefreh, A. A., Shariatpanahi, M. E., Mousavi, A., & Kalatejari, S. (2019). Enhancement of microspore embryogenesis induction and plantlet regeneration of sweet pepper (Capsicum annuum L.) using putrescine and ascorbic acid. Protoplasma, 256(1), 13-24.
33. Demir, E. (2018). Aksenik Jüvenil Sakız Ağacı (Pistacia lentiscus L.) Eksplantlarından Kallus Kültürlerinin Başlatılması ve Optimizasyonu. Yüksek lisans tezi, Batman Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü Biyoloji Anabilim Dalı, Batman.
34. Hoşer, A. (2018). Jüvenil Aksenik Sakız Ağacı Eksplantlarından (Pistacia lentiscus L.) Süspansiyon Kültürlerinin Başlatılması ve Optimizasyonu. Yüksek Lisans Tezi, Batman Üniversitesi, Batman.
35. Koç, I., Onay, A., & Çiftçi, Y. Ö. (2014). In vitro regeneration and conservation of the lentisk (Pistacia lentiscus L.). Turkish Journal of Biology, 38(5), 653-663.
36. Murashige, T., & Skoog, F. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassy with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant, 15, 473-497.
37. Lloyd, G., & McCown, B. (1980). Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture. International Plant Propagator's Society, 30, 421-427.
38. Rugini, E. (1984). In vitro propagation of some olive (Olea europaea L.) cultivars with different root-ability, and medium development using analytical data from developing shoots and embryos. Scientia Horticulturae, 24, 123-134
39. Onay, A., Çiftçi, Y. Ö., & Tilkat, E. (2014). Sakız Ağacının (Pistacia lentiscus L.) Juvenil ve Olgun Eksplantlarının Mikroçoğaltımı, Kriyoprezervasyonu ve Genetik Kararlılığının Belirlenmesi. TUBİTAK-1001 110T941 Proje Final Raporu.
40. George, E. F., Hall, M. A., De-Klerk, G. J. (2008). Plant Propagation by Tissue Culture. I. The Background. 3rd Edn. Publ. Springer, Dordercht. The Netherlands. 118- 182
41. Handayani, R. S., Yunus, I., Sayuti, M., & Irawan, E. (2019). In Vitro Callus Induction of Durian (Durio zibethinus Murr.) Leaves Using Kinetin and 2, 4- D (Dichlorophenoxyacetic Acid). Journal of Tropical Horticulture, 2(2), 59- 64.
42. Shittu, O. H., Akaluzia, H. C., & Chibuogwu, M. O. (2017). A comparison ofcallus production from Moringa oleifera Lam. Leaf, cotyledon and stemexplants using 2, 4-Dichlorophenoxyacetic acid and kinetin for media supplementation. SAU Science-Tech Journal, 2(1), 1-6.
43. Hunaish, A. A., & Almasoody, M. M. M. (2020). Induction of callus onvarious explants of arugula plant (Eruca sativa Mill.) using the growth regulators (2, 4-D andKinetin). Plant Archives, 20(2), 1654-1660.
44. Kumari, R., (2019). Induction of callus from different explants of Bacopa monnieriand effect of adjuvant on the growth rate of the calli. Indian Journal of Scientific Research, 10(1), 113-121.
45. Tilkat, E., Onay, A., Ertaş, A., Yılmaz, M. A., & Asan, H. S. (2018). Pistacia lentiscus L.’un In Vitro Sürgün, Kallus ve Hücre Süspansiyon Kültürlerinde Antikanser Aktivite Gösteren Kimyasal Bileşenlerin Üretilmesi. TUBİTAK-1001 114Z842 Proje Final Raporu.
46. Mayer, A. M., & Harel, E. (1979). Polyphenol oxidases in plants. Phytochemistry, 18, 193-215.
47. El-Gloushy, S. F., Liu, R., & Fan, H. K., (2020). A complete protocol to reduce browning during coconut (Cocos nucifera L.) tissue culture through shoot tips and inflorescence explants. Plant archives, 20, 2196-2204.
48. Thakur, A., & Kanwar, J. S. (2008). Micropropagation of Wild Pear Pyrus pyrifolia (Burm F.) Nakai. I. ExplantEstablishment and Shoot Multiplication. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 36, 103-108.
49. Wu, H. C., & Du Toit, E. S., (2004). Reducing oxidative browning during in vitro establishment of Protea cynaroides. Scientia horticulturae, 100(1-4), 355-358.
50. Sui, L., Kong, L., Liu, X., & Zhang, Y. (2020). Anti-browning in Tissue Culture of ‘Donghong’Kiwifruit. Materials Science and. Engineering, 740(1), 012195.
51. Sabooni, N., & Shekafandeh, A. (2017). Somatic embryogenesis and plant regeneration of blackberry using the thin cell layer technique. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 130(2), 313-321.
52. Akdemir, H., & Onay, A., (2017). Biotechnological Approaches for Conservation of the Genus Pistacia. In Biodiversity and Conservation of Woody Plants, 221-244.
53. Etienne, H., & Berthouly, M. (2002). Temporary immersion systems in plant micropropagation. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 69(3), 215-231.
54. Aguilar, M. E., Garita, K., Kim, Y. W., Kim, J. A., & Moon, H. K. (2019). Simple Protocol for the Micropropagation of Teak (Tectona grandis Linn.) in SemiSolid and Liquid Media in RITA® Bioreactors and ex Vitro Rooting. American Journal of Plant Sciences, 10(7), 1121-1141.
55. Monteiro, T. R., Freitas, E. O., Nogueira, G. F., & Scherwinskipereira, J. E. (2017). Assessing the influence of subcultures and liquid medium during somatic embryogenesis and plant regeneration in oil palm (Elaeis guineensis Jacq.). J. Hortic. Sci. Biotechnol. 93, 196–203.
56. Sezen, M. (2020). Cercis siliquastrum L. bitkisinin RITA® biyoreaktörlerinde In Vitro Mikroçoğaltımı. Ege Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Biyomühendislik Anabilim Dal Yüksek Lisan Bitirme Tezi, İzmir.
57. San José, M. C., Blázquez, N., Cernadas, M. J., Janeiro, L. V., Cuenca, B., Sánchez, C., & Vidal, N. (2020). Temporary immersion systems to improve alder micropropagation. Plant Cell, Tissue and Organ Culture (PCTOC), 143(2), 265-275.
58. Chandra, K., Pandey, A., & Kumar, P. (2018). Synthetic Seed-Future Prospect in Crop Improvement. International Journal og Agriculture Innovations and Research. 6(4), 120-125.
59. Das, D. K., Rahman, A., Kumari, D., & Kumari, N. (2016). Synthetic seed preparation, germination and plantlet regeneration of Litchi (Litchi chinensis Sonn.). American Journal of Plant Sciences, 7(10), 1395-1406.
60. Sharma, N., Gowthami, R., Pandey, R., & Agrawal, A. (2020). Influence of explant types, non-embryogenic synseed and reduced oxygen environment on in vitro conservation of Bacopa monnieri (L.) Wettst. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 1-6.
61. Kılınç, F. M., Süzerer, V., Çiftçi, Y. Ö., Onay, A., Yıldırım, A., Uncuoğlu, A. A., Tilkat, E., Koç, İ., Akdemir, Ö. F., & Metin, Ö. K. (2014). Clonal micropropagation of Pistacia lentiscus L. and assessmentof genetic stability using IRAP markers. Plant Growth Regulators. 75(1), 75-88
62. Onay, A., Tilkati E., Yıldırım, H., & Süzerer, V. (2007). Indlrect somatic embryogenesis from mature embryocultures of Pistacia vera L. Propagation of Omamental Plants, 7(2), 68-74.
63. Yıldırım, H. (2012). Micropropagation of Pistacia lentiscus L. from axenic seedling-derived explants. Scientia Horticulturae, 137, 29–35.
64. Yıldırım, H., Onay, A., Gündüz, K., Ercisli, S., & Karaat, F. E. (2019). An improved micropropagation protocol for lentisk (Pistacia lentiscus L.). Folia Horticulturae, 31(1), 61-69.