Farklı Jel Yapıcı Maddelerin Haworthia cymbiformis (Haw.) Duval Mikro Çoğaltımında Sürgün Rejenerasyonu ve Gelişimi Üzerine Etkisi

Yıl 2024, Cilt: 20 Sayı: Özel Sayı, 357 - 370, 23.12.2024

Merve Kabakcı , Cansu Dindar , Uğur Şirin , Ercan Özzambak

https://doi.org/10.58816/duzceod.1559396

Öz

Sukulent bitkiler, yapraklarında, gövdelerinde veya köklerinde su depolayabilen ve dayanıklı yapıda olmasıyla birlikte süs bitkisi olarak oldukça önemli yere sahiptir. Xanthorrhoeaceae familyasına ait Haworthia cymbiformis dikkat çekici yaprakları ile estetik görüntüsünün yanında bakımının kolaylığı gibi avantajlarıyla ön plana çıkan ve süs bitkisi olarak kullanılan ticari değeri yüksek bir sukulent türüdür.
Son yıllarda süs bitkilerinin ticari üretimi, mikroçoğaltım ile yapılabilmektedir. Besin ortamlarını yarı katı hale getirmek için kullanılan jel yapıcı maddelerin niteliği, cinsi ve konsantrasyonu in vitro kültürde besin alınımını dolaysıyla gelişmeyi ve çoğalmayı etkileyen en önemli faktörlerdendir. Bu çalışma da farklı jel yapıcı maddelerin sürgün gelişmesi ve çoğalması üzerine etkisinin belirlenmesi amaçlanmıştır.
Araştırmada Plant Agar (9 g/l), Agar (8 g/l), Agar Gellan (4 g/l), Gelzan (2 g/l), Carrageenan (10 g/l), Bacto Agar (8 g/l) ve Gelrite (3 g/l) olmak üzere 7 farklı jel yapıcı madde belirtilen konsantrasyonlarda kullanmıştır. Denemede 3 mm boyunda 2 yapraklı in vitro köksüz yavru bitkicikler eksplant olarak kullanılmış, 1 mg/l BAP ve 0,1 mg/l NAA ilave edilen MS bazal ortamına 7 farklı jel yapıcı maddenin eklenmesiyle oluşturulan besin ortamlarında 8 hafta süresince kültüre alınmıştır. Deneme 3 tekerrürlü olarak yürütülmüş ve kültür sonunda, kültüre alınan bitkiciklerin morfolojik özelliklerindeki değişimler incelenmiştir. Eksplant başına yavru bitki sayısı (kardeş sayısı/eksplant) (adet), sürgün boyu (cm), I. boy (2.0<. cm üzeri), II. boy (1.0-2.0 cm), III. boy (1.0> cm) yavru bitki adedi, kök uzunluğu (cm), köklenme oranı (%) ve vitrifikasyon oranı (%) parametreleri incelenerek ölçümleri yapılmıştır.
Deneme sonucunda; en fazla eksplant başına yeni oluşan yavru bitki sayısı 30.6 adet ile Agar Gellan kullanılan besin ortamından elde edilirken en düşük kardeşlenme 3.33 adet ile Carrageenan kullanılan besin ortamından elde edilmiştir. En uzun sürgün uzunluğu 1.16 cm ile Plant Agar içeren besin ortamında meydana gelmiştir. Bunun yanısıra en uzun kök uzunluğu Bacto Agar içeren besin ortamında 0.76 cm olarak saptanmıştır.

Anahtar Kelimeler

In vitro, rejenerasyon, yarı katı, agar, sukulent

Teşekkür

Bu çalışma VIII. Ulusal Süs Bitkileri Kongresi’nde sunulmuştur.

Kaynakça

• Akın, B. (2011). Papaver rhoeas tohumlarının in vitro ortamda çimlenmesi üzerine farklı uygulamaların etkileri. Journal of Science and Technology of Dumlupınar University , (026), 17-24.
• Amer, A., & Omar, H. (2019). In-vitro propagation of the multipurpose Egyptian medicinal plant Pimpinella anisum. Egyptian Pharmaceutical Journal, 18, 254–262. https://doi.org/10.4103/epj.epj_12_19
• Babaoğlu, M., Yorgancılar, M., & Akbudak, M. A. (2001). Doku kültürü: temel laboratuvar teknikleri. Bitki Biyoteknolojisi, 1, 1-35.
• Bayer, M. B. (1982). The new Haworthia handbook. National Botanic Gardens of South Africa.
• Beyl, C. A., & Sharma, G. C. (1983). Picloram induced somatic embryogenesis in Gasteria and Haworthia. Plant Cell Tissue Organ Culture, 2, 123-132.
• Bhatia, P., & Ashwath, N. (2005). Effect of medium pH on shoot regeneration from the cotyledonary explants of tomato. Biotechnology, 4(1), 7-10. https://doi.org/10.3923/biotech.2005.7.10
• Cabahug, R. A. M., Nam, S. Y., Lim, K. B., Jeon, J. K., & Hwang, Y. J. (2018). Propagation techniques for ornamental succulents. Flower Research Journal, 26 (3), 90-101.
• Carmo, L. P., Moura, C. W. D. N., & Lima-Brito, A. (2023). Kültür ortamının K-Karragenan ile jelleşmesi, Comanthera mucugensis 'in (Giul.) in vitro üretiminin maliyetini iyileştirir ve azaltır. Brazilian Archives of Biology and Technology, 66, e23230191.
• Charnysh, M., Batuleu, A. V., & Demidchik, V. (2016). The effect of brassinosteroids on growth and development of Phalenopsis protocorm-like bodies.
• Das, N., Tripathi, N., Basu, S., Bose, C., Maitra, S., & Khurana, S. (2015). Progress in the development of gelling agents for improved culturability of microorganisms. Frontiers in Microbiology, 6, 698. https://doi.org/10.3389/fmicb.2015.00698
• Eken, L., Kabakcı, M., Dayar, İ., Şirin, U., & Özzambak, M. E. (2019). The effects of epibrassinolide and some other plant growth regulators on micropropagation of Limonium sinuatum (L.) Mill. Researches in Landscape and Ornamental Plants, 179-196.
• Grace, O. M. (2019). Succulent plant diversity as natural capital. Plants, People, Planet, 1 (4), 336-345.
• Güngör, H. H., Güler, B., Bayraktar, M., & Gürel, A. (2020). Vigna caracalla L. Verdc bitkisinde in vitro klonal mikroçoğaltım. Afyon Kocatepe Üniversitesi Fen Ve Mühendislik Bilimleri Dergisi, 20 (4), 753-767.
• Gürel, A., Hayta, Ş., Nartop, P., Bayraktar, M., & Fedekar. (2013). Bitki Hücre ve Organ Kültürü Uygulamaları. Ege Üniversitesi Yayınları No.58.
• Iizumi, M., & Amaki, W. (2011). Micropropagation of Haworthia cymbiformis through thin-cell-layer tissue culture. In Comb. Proc. Int. Plant Propagators’ Soc (Vol. 61, pp. 288-291).
• Ikeuchi, M., Ogawa, Y., Iwase, A., & Sugimoto, K. (2016). Plant regeneration: cellular origins and molecular mechanisms. Development, 143(9), 1442-1451.
• Ikeuchi, M., Ogawa, Y., Iwase, A., & Sugimoto, K. (2016). Plant regeneration: cellular origins and molecular mechanisms. Development, 143, 1442–1451. https://doi.org/10.1242/dev.134668
• Jain, A., Poling, M. D., Smith, A. P., Nagarajan, V. K., Lahner, B., Meagher, R. B., & Raghothama, K. G. (2009). Variations in the composition of gelling agents affect morphophysiological and molecular responses to deficiencies of phosphate and other nutrients. Plant Physiology, 150, 1033–1049. https://doi.org/10.1104/pp.109.136184
• Kharrazi, M., Moghaddam, Z. S., Moradian, M., Safari, N., Khadem, A., & Sharifi, A. (2024). Optimization of the in-vitro culture protocol of Haworthiopsis viscosa and Haworthia truncata var. truncate. South African Journal of Botany, 169, 506-514.
• Kikuchi, S., Horiuchi, A., Nishimoto, Y., & Iwamoto, A. (2023). Different effects of gellan gum and agar on change in root elongation in Arabidopsis thaliana by polyploidization: The key role of aluminum. Journal of Plant Research, 136(2), 253-263.
• Kim, Y. C., Park, W. T., Sathasivam, R., Kim, H. H., Kim, J. K., & Park, S. U. (2023). Effect of media and gelling agents on shoot organogenesis of Liriope platyphylla. Journal of Phytology, 15, 52-56.
• Liu, B. L., Fang, H. Z., Meng, C. R., Chen, M., Chai, Q. D., Zhang, K., & Liu, S. J. (2017). Establishment of a rapid and efficient micropropagation system for succulent plant Haworthia turgida. HortScience, 52, 1278–1282.
• Mohamed, G. M., Amer, A. M., Osman, N. H., Sedikc, M. Z., & Hussein, M. H. (2021). Effects of different gelling agents on the different stages of rice regeneration in two rice cultivars. Saudi Journal of Biological Sciences, 28(10), 5738-5744.
• Mycock, D. J., Watt, M. P., Hannweg, K. F., Naicker, K., Makwarela, M., & Berjak, P. (1997). Somatic embryogenesis of two indigenous South African Haworthia spp. (H. limifolia and H. koelmaniorum). South African Journal of Botany, 63(6), 345-350.
• Nery, L. A., Batista, D. S., Rocha, D. I., Sérgio, H. S. F., Matheus da Costa, Q., Priscila, O. S., Marília, C. V., & Wagner, C. O. (2021). Leaf development and anatomy of in vitro-grown Polygala paniculata L. are affected by light quality, gelling agents, and sucrose. Vegetos , 34, 19–28. https://doi.org/10.1007/s42535-021-00192-3
• Pierik, R. L. M. (1989). In vitro culture of higher plants. Martinus Nijhoff Publishers.
• Podwyszynska, M., & Olszewski, T. (1995). Influence of gelling agents on shoot multiplication and the uptake of macroelements by in vitro culture of rose, cordyline and homalomena. Scientia Horticulturae, 64(1-2), 77-84.
• Repalli, S. K., Geda, C. K., Pradhan, N. S., & Rao, G. N. (2019). Influence of additional nutrients and gelling agents on in vitro response of selected Indica rice varieties. International Journal of Biology, 11, 26. https://doi.org/10.5539/ijb.v11n4p26
• Reshma, Y., Mazharul, M. I., Kim, H., Kim, C., & Lim, K. (2020). Role of growth regulators in the somatic organogenesis of Haworthia inflorescences in vitro. Horticultural Science and Technology, 38(3), 394-404.
• Saadat, Y. A., & Hennerty, M. J. (2002). Factors affecting the shoot multiplication of Persian walnut (Juglans regia L.). Scientia Horticulturae, 95 (3), 251-260.
• Sah, S. K., Kaur, A., & Jagdeep, S. S. (2014). High frequency embryogenic callus induction and whole plant regeneration in Japonica rice Cv. kitaake. Journal of Rice Research , 2, 125. https://doi.org/10.4172/JRR.1000125
• Sena, G. (2014). Stem cells and regeneration in plants. Nephron Experimental Nephrology, 126, 35–39. https://doi.org/10.1159/000360658
• Soare, L. C. (2008). Birkaç eğrelti otu türünde gametofit ve sporofitin in vitro gelişimi. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 36 (1), 13-19.
• Solmaz, E. (2022). Zebra kaktüsü (Haworthia sp.)'nün doku kültürü yöntemi ile çoğaltımı üzerine araştırmalar (Master's thesis, Bartın Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü).
• Sulusoglu, M. (2014). Effects of agar types on rooting performance in tissue culture: Sample of Quince A rootstock cultures. Turkish Journal of Agriculture and Natural Sciences, Special (1). Available at: https://dergipark.org.tr/tr/download/article-file/142207
• Tıpırdamaz, R., Özkum, D., Özbek, N., & Ellialtıoğlu, Ş. (2006). Centaurea tchihatcheffii Fisch. et Mey.’in doku kültürü yoluyla üretimi üzerinde araştırmalar. (Editör: A. Boşgelmez). Gölbaşı Mogan Gölü, Andezit Taşı, Centaurea tchihatcheffii, s: 569-579.