Kuluçka Sonrası İlk İki Haftada Lipopolisakkarit Uygulanan ve Uygulanmayan Broyler Civcivlerde Dalağın Histolojik Gelişimi

Yıl 2019, , 8 - 15, 25.03.2019

Ülker Eren

https://doi.org/10.32707/ercivet.538030

Cited By: 2

Öz

Civcivlerde aşılama, adaptif immunitenin geliştirilmesini amaçlar.
Dalak, lenf düğümü olmayan tavuklarda, adaptif immunite açısından oldukça
önemli role sahiptir. Sunulan çalışmada, broyler civcivlerde dalağın
gelişiminin, antijenle uyarılmış ve uyarılmamış gruplarda araştırılması
amaçlandı. Materyal
olarak 225 adet Ross 308 ticari broyler civciv kullanıldı. Civcivler 1, 4, 7,
10, 14 günlük olmak üzere her biri 45’er adet civciv içeren beş ana gruba
ayrıldı. Her grup kendi içinde kontrol, lipopolisakkarit (LPS) ve PBS solusyonu
uygulanan olmak üzere üç alt gruba ayrıldı. Antijenik uyarım LPS’nin
intra-abdominal uygulaması ile gerçekleştirildi. Uygulamadan 1, 3, 6, 12 ve 24
saat sonra üçer hayvandan dalak örneği alındı. Örnekler üçlü boyama, Gordon ve
Sweet’in gümüşleme metodu ve orsein-giemsa yöntemleriyle boyandı. Dalağın stroma ve parenşim kısımlarının gelişimi incelendi. Peri-ellipsoidal lenfoid doku
(PEL) bölgelerinin, bir günlük civcivlerde gelişmemiş olduğu gözlendi. PEL’de
dört günlük örneklerde tek tük lenfosit görülürken, ancak yedi günden itibaren
lenfosit kümeleri ayırt edildi. Literatürden
farklı olarak, subcapsular lenfoid doku (SCL) alanları tespit edildi.
Periarteriolar lymphoid tissue (PAL), perivenous lenfoid doku (PVL) ve SCL
kısımlarının lenfosit içerdiklerinin PEL’den daha yoğun olduğu görüldü.
Germinal merkez (GC) yapısının bir günlükten itibaren taslak halinde olduğu,
dördüncü günden itibaren retikulum iplikleri ile sınırlandırıldığı ve iki
haftanın sonunda gelişimini tamamladığı belirlendi. GC’nin de dalağın beyaz
pulpasına ait sabit bir yapı olduğu düşünüldü. Granulopoezis en yoğun olarak
bir günlük civcivlerde belirlendi. Antijenik uyarım yapılan ve yapılmayan
örneklerde, beyaz ve kırmızı pulpa açısından histolojik bir farklılık
gözlenmedi. Araştırma sonunda, broyler dalağında adaptif immunitede görev alan
kısımların, iki haftadan önce histolojik gelişimini tamamlamamış olduğu tespit
edildi.

Anahtar Kelimeler

Broyler civciv, dalak gelişimi, kuluçka sonrası

Kaynakça

• Akter S, Khan MZI, Jahan MR, Karim MR, Islam MR. Histomorphological study of the lymphoid tissues of broiler chickens. Bangl J Vet Med 2006; 4(2): 87-92. 2. Barr Shira E, Sklan D, Friedman A. Impaired immune responses in broiler hatchling hindgut following delayed access to feed. Vet Immunol Immunopathol 2005; 105(1): 33-45. 3. Crossmon GA. Modification of Mallory’s connective tissue stain with a discussion of the principles involved. Anat Rec 1937; 69(1): 33-8. 4. Culling CFA, Allison RT, Barr WT. Cellular Pathology and Technique. Fourth Edition. London: Butterwords, 1985; p: 176. 5. Erf GF, Bottje WG, Bersi TK. CD4, CD8 and TCR defined T-cell subsets in thymus and spleen of 2-and 7-week old commercial broiler chickens. Vet Immunol Immunopathology 1998; 62(4): 339-48. 6. Gordon, H and Sweet, HH. A simple method for the silver impregnation of reticulin. Am J Pathol 1936; 12(4): 545. 7. Graczyk S, Kuryszko J, Madej J. Reactivity of spleen germinal centres in immunized and ACTH-treated chickens. Acta Vet Brno 2003; 72(4): 523-31. 8. Gumati MK, Magyar A, Nagy N, Kurucz E, Felföldi B, Olah I. Extracellular matrix of different composition supports the various splenic compartments of guinea fowl (Numida meleagris). Cell Tissue Res 2003; 312(3): 333-43. 9. Hodges RD. The Histology of The Fowl. London: Academic Press, 1974; pp. 221-5. 10. Hoffmann-Fezer G, Rodt H, Götze D, Thierfelder S. Anatomical distribution of T and B lymphocytes identified by immunohistochemistry in the chicken spleen. Int Arch Allergy Immunol 1977; 55(1-6): 86-95. 11. Igyarto BZ, Magyar A, Olah I. Origin of follicular dendritic cell in the chicken spleen. Cell Tissue Res 2007; 327(1): 83-92. 12. Jeurissen SHM, Claassen E, Janse EM. Histological and functional differentiation of non-lymphoid cells in the chicken spleen. Immunology 1992; 77 (1): 75-80. 13. Jeurissen SHM. The role of various compartments in the chicken spleen during an antigen specific humoral response. Immunology 1993; 80 (1): 29-33. 14. John JL. The avian spleen: a neglected organ. Q Rev Biol 1994; 69(3): 327-51. 15. Kannan TA, Ramesh G, Ushakumari S, Dhinakarraj G, Vairamuthu S. Electron microscopic studies of spleen in chicken (Gallus domesticus). IJAVST 2015; 4(1): 160-5. 16. Klasing KC. Nutrition and the immune system. Br Poult Sci 2007; 48(5): 525-37. 17. Koutsos EA, Klasing KC. The acute phase response in Japanese quail (Coturnix coturnix japonica). Comp Biochem Physiol Part C 2001; 128(2): 255-63. 18. Liman N, Bayram GK. Structure of the quail (Coturnix coturnix japonica) spleen during pre-and post-hatching periods. Rev Med Vet 2011; 162(1): 25-33. 19. Mast J, Goddeeris BM. CD57, a marker for B-cell activation and splenic ellipsoid-associated reticular cells of the chicken. Cell Tissue Res 1998a; 291(1): 107-15. 20. Mast J, Goddeeris BM. Development of immunocompetence of broiler chickens. Vet Immunol Immunopathol 1999; 70(3): 245-56. 21. Mishra UK, Singh GK, Chauhan RS. Histomorphological development of lymphoid organs in chicken: II. spleen and caecum. J Immunol Immunopathol 2010; 12(2): 106-13. 22. Mori T, Hoshi H. The periellipsoidal lymphoid tissue in chick spleen: A bursa-dependent area of the white pulp. Tohoku J Exp Med 1971; 104(2): 201-2. 23. Nagy N, Bıro E, Takacs A, Polos M, Magyar A, Olah I. Peripheral blood fibrocytes contribute to the formation of the avian spleen. Dev Dynamics 2005; 232(1): 55-66. 24. Ogata K, Sugımura M, Kudo N. Developmental studies on embryonic and posthatching spleens in chickens with special reference to development of white pulp. Jpn J Vet Res 1977; 25(3-4): 83-92. 25. Olah I, Glick B. Splenic white pulp and associated vascular channels in chicken spleen. Am J Anat 1982; 165(4): 445–80. 26. Olah I, Kupper A, Ducz P. Schweigger-Seidel sheath or ellipsoid in the spleen of guinea hen. Acta Biol Hung 1994; 45(2-4): 375-86 27. Olah I, Nagy N, Vervelde L. Structure of the avian lymphoid system. Schat KA, Kaspers B, Kaiser P. eds. In: Avian Immunology, London: Academic Press, 2012; pp: 24-9. 28. Olah I, Vervelde L. Structure of the avian lymphoid system. Davison F, Kaspers B, Schat K., eds. In: Avian Immunology. London: Academic Press, 2008; pp: 42-7. 29. Ozoe A, Isobe N, Yoshimura Y. Expression of toll-like receptors (TLRs) and TLR4 response to lipopolysaccharide in hen oviduct. Vet Immunol Immunopathol 2009; 127(3-4): 259-68. 30. Panda AK, Bhanja SK, Sunder GS. Early post hatch nutrition on immune system development and function in broiler chickens. Worlds Poult Sci J 2015; 71(2), 285-96. 31. Rajput IR, Wu BB, Li LY, Xu X, Cui ZW, Yu DY, Li WF. Establishment of optimal culturing method and biological activity analysis of chicken bone marrow dendritic cells using Chi-rGM-CSF. IJAB 2013; 15: 401-9. 32. Tekin ME. Örneklerle Bilgisayarda İstatistik. Konya, Selçuk Üniversitesi Veteriner Fakültesi Yayın Ünitesi, 2003; pp: 65-80. 33. Tregaskes CA, Kong FK, Paramithiotis E, Chen CL, Ratcliffe MJ, Davison TF, Young JR. Identification and analysis of the expression of CD8 alpha beta and CD8 alpha alpha isoforms in chickens reveals a major TCR-gama delta CD8 alpha beta subset of intestinal intraepithelial lymphocytes. J Immunol 1995; 154 (9): 4485-94. 34. Yasuda M, Taura Y, Yokomizo Y, Ekino S. A comparative study of germinal center: fowls and mammals. Comp Immunol Microbiol Infect Dis 1998; 21(3): 179-89.