Investigation of Nasal Staphylococcus aureus carriage in hospital employees and rapid detection of PVL and mecA genes by RT-PCR

Öz

Staphylococcus aureus (S. aureus) kommensal bir bakteri olarak hem insanla beraber yaşamakta, hem de fırsatçı olarak uygun koşulları bulduğunda salgıladığı bazı enzim ve toksinler nedeniyle çok ciddi ölümcül infeksiyonlara neden olabilmektedir. Bu nedenle günümüzde S. aureus hastane ve toplum kaynaklı enfeksiyonlara neden olan en önemli patojenlerden biridir. Metisilin dirençli S. aureus (MRSA) kökenleri birçok antibiyotiğe karşı dirençlidirler ve tedavi süresince kullanılan günümüz antibiyotiklerine karşı çok hızlı bir şeklide direnç geliştirme kabiliyetine sahiptirler. Bundan dolayıdır ki MRSA enfeksiyonları normal S. aureus enfeksiyonlarına oranla daha şiddetli ve inatçı enfeksiyonlara neden olmaktadırlar. S. aureus patojenitesinde MRSA kadar önemli olan diğer bir etken, özellikle ölümcül nekrotizan pnömonilerden ve toplum kökenli yumuşak deri doku enfeksiyonlarından izole edilen S.aureus suşları tarafından salgılanan Panton-Valentine lökosidin (PVL) toksinidir. PVL özellikle toplum kökenli S.aureus suşlarında gözlenmektedir. Ancak yapılan çalışmalar PVL pozitif kökenlilerin hastane ortamlarına hızla yayılmaya başladığını göstermiştir. Bu çalışmada stafilokok enfeksiyonları için en yüksek risk grubunda yer alan hastane personelinden alınan nazal swap örneklerinde nazal S.aureus taşıyıcılığı (NSAT) oranının araştırılması ile rt-PCR ile Metisiline Duyarlı S. aureus, Metisiline Dirençli Koagülaz Negatif Stafilokok ve Panton-Valentine lökosidin virülans genlerin taramasının yapılması amaçlanmıştır. Devlet hastanesinde çalışan personelden alınan nazal swap örneklerinden klasik NSAT taraması yapılmış 98 sağlık personelinin 17’sinde (%17,35) nazal S.aureus taşıyıcılığı (4’ü MSSA, 13’ü MRSA ) saptanırken ,48’inde MR-KNS tespit edilmiştir. Ayrıca alınan nazal swablardan direk olarak yapılan RT-PCR örneklerinde kültür metodu ile birebir uyumlu olarak 61 mecA(+), 17 nuc(+), 1 pvl(+) genleri tespit edilmiştir.

Anahtar Kelimeler

• S aureus,mecA,nuc,pvl,MRSA

Investigation of Nasal Staphylococcus aureus carriage in hospital employees and rapid detection of PVL and mecA genes by RT-PCR

Öz

Staphylococcus aureus (S.aureus) can cause serious fatal infections due to several enzymes and toxins that it secretes when it encounters favorable conditions.For this reason, S.aureus is one of the most important pathogens currently causing hospital and community infections.Methicillin-resistant S.aureus(MRSA) strains are resistant to many antibiotics and have the ability to rapidly develop resistance to currently used antibiotics during treatment. MRSA origins cause serious infections with high mortality and also increase the rate of hospital infections that require difficult and longer hospitalization and the use of greater quantities of antibiotics in risk-prone units in hospitals. Another factor that is as important as MRSA in S.aureus pathogenicity is the Panton-Valentine leukocidin(PVL) toxin secreted by S.aureus strains, most commonly isolated from deadly necrotizing pneumonias and community-acquired soft skin tissue infections.PVL is especially observed in community-acquired S.aureus strains. However, studies showed that PVL-positive origins began to spread rapidly to hospital environments. In this study, methicillin-sensitive S.aureus, methicillin-resistant coagulase-negative Staphylococcus (MR-CNS), and Panton-Valentine leukocidine genes were identified by real-time polymerase chain reaction (RT-PCR) by investigating the rate of nasal S.aureus carriers(NSAT) in nasal swab samples taken from hospital staff belonging to the highest risk group for staphylococcal infections, at which screening is aimed. Classical NSAT scans were performed on nasal swap samples taken from 98 healthcare professionals in Hospital. Nasal S.aureus (4 MSSA,13 MRSA) was detected in 17 samples(17.35%). During detection, 48 MR-CNS were detected. In addition, 61 mecA (+),17 nuc (+),1 pvl (+) genes were detected in RT-PCR samples directly from the nasal swabs taken in accordance with the culture method.

Anahtar Kelimeler

• S aureus,mecA,nuc,pvl,MRSA

Kaynakça

1. Bastidas CA, Villacrés-Granda I, Navarrete D, Monsalve M, Coral-Almeida M, Cifuentes SG. (2019) Antibiotic susceptibility profile and prevalence of mecA and lukS-PV/lukF-PV genes in Staphylococcus aureus isolated from nasal and pharyngeal sources of medical students in Ecuador. Infect Drug Resist. 12, 2553–2560.
2. Cesur S, Yildiz E, Irmak H, Aygün Z, Karakoç E, Kinikli S Demiröz AP. (2010) Evaluation of oxacillin resistance screening agar and chromogenic MRSA agar media for the detection of methicillin resistance in Staphylococcus aureus clinical isolates. Mikrobiyol Bul. 44(2), 279–284
3. Deurenberg RH, Vink C, Driessen C, Bes M, London N, Etienne J, Stobberingh EE. (2004) Rapid detection of Panton–Valentine leukocidin from clinical isolates of Staphylococcus aureus strains by real-time PCR. FEMS Microbiol Lett. 240(2), 225–228.
4. Duman Y, Tekerekoğlu MS, Otlu B. (2013) Toplum ve hastane kökenli Staphylococcus aureus klinik izolatlarında Panton-Valentine lökosidin varlığının ve klonal ilişkinin araştırılması. Mikrobiyol Bül. 47(3), 389–400.
5. Galia L, Ligozzi M, Bertoncell A, Mazzariol A. (2019) Real-time PCR assay for detection of Staphylococcus aureus, Panton-Valentine Leucocidin and Methicillin Resistance directly from clinical samples. AIMS Microbiol. 5(2), 138-146.
6. Gordon RJ, Lowy FD. (2008) Pathogenesis of methicillin-resistant Staphylococcus aureus infection. Clin Infect Dis. 46(5), 350–359.
7. Gülay Z. (2008) Gram Pozitif Bakteri İnfeksiyonları: Direnç ve Epidemiyoloji. ANKEM Derg. 22, 276–286.
8. Haag AF, Fitzgerald JR, Penadés JR. (2019) Staphylococcus aureus in Animals. Gram‐Positive Pathogens, 731-746.

9. Keyvan E, Özdemir H. (2016) Sığır karkaslarında Staphylococcus aureus’un varlığı, enterotoksijenik özellikleri ve antimikrobiyal dirençliliği. Ank Üni Vet Fak Derg, 63 (1), 17-23.
10. Kuzucu C, Dalgalar M, Durmaz R, Dikerel S. (2002) Comparison of methods used to detect methicillin resistance in staphylococci. Mikrobiyol Bul. 36(3-4), 253–257.
11. Lee AS, de Lencastre H, Garau J, Kluytmans J, Malhotra-Kumar S, Peschel A, Harbarth S. (2018) Methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Nat Rev Dis Primers. 4, 1–23.
12. McDonald RR, Antonishyn NA, Hansen T, Snook LA, Nagle E., Mulvey MR, Levett PN, Horsman GB. (2005) Development of a triplex real-time PCR assay for detection of Panton-Valentine leukocidin toxin genes in clinical isolates of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. J Clin Microbiol. 43, 6147–6149.
13. Meyer F, Girardot R, Piemont Y, Colin DA. (2009) Analysis of the specificity of Panton-Valentine leucocidin and gamma-hemolysin F component binding. Infect Immun. 77, 266–273.
14. Navarro MB, Huttner B, Harbarth S. (2008) Methicillin-resistant Staphylococcus aureus control in the 21st century: beyond the acute care hospital. Curr Opin Infect Dis. 21:372–379.
15. Okolie CE, Wooldridge KG, Turner DP, Cockayne A, James R. (2015) Development of a new pentaplex real-time PCR assay for the identification of poly-microbial specimens containing Staphylococcus aureus and other staphylococci, with simultaneous detection so staphylococcal virulence and methicillin resistance markers. Mol Cell Probes. 29, 144–150.
16. Ozel G, Aslan V, Bahar Erdem G, Cagatay M, Sencan I, Mert A. (2011) Comparison of oxacillin, cefoxitin, ceftizoxime, and moxalactam disc diffusion methods for detection of methicillin susceptibility in staphylococci. Mikrobiyol Bul. 45(2), 258–265.
17. Özen NS, Dağlar D, Özhak Baysan B, Yıldırım Ç, Yazısız H, Ogunç D, Öngüt G, Çolak D, Gültekin M. (2011) Metisilin dirençli Staphylococcus aureus suşlarının saptanmasında MRSA ID kromojenik besiyerinin değerlendirilmesi. ANKEM Derg. 25(1):31–34.
18. Peacock SJ, Paterson GK. (2015) Mechanisms of methicillin resistance in Staphylococcus aureus. Annu Rev Biochem. 84(1), 577–601.
19. Pérez JR, Tapia CO, Herazo CH, Ramos NR. (2011) Nasal Carriage of Panton Valentine Leukocidin-Positive Methicillin-Resistant Staphylococcus Aureus in Healthy Preschool Children. Rev Salud Publica (Bogota). 13(5), 824-32.
20. Sardan, YC. (2000) Metisilin dirençli Staphylococcus aureus infeksiyonlarının epidemiyolojisi ve kontrolü. Hast İnfek Derg. 4, 205–217.
21. Swenson JM, Lonsway D, McAllister S, Thompson A, Jevitt L, Zhu W, Patel JB. (2007) Detection of mecA-mediated resistance using reference and commercial testing methods in a collection of Staphylococcus aureus expressing borderline oxacillin MICs. Diagn Microbiol Infect Dis. 58, 3–39.
22. Telli M, Sümerkan B, Eşel D. (2006) Staphylococcus aureus’ta metisilin direncinin belirlenmesinde sefoksitin disc, oksasilin disc, oksasilin agar tarama ve PBP2a lateks testlerinin karşılaştırılması. İnfeksiyon Derg. 20(2), 93–96.
23. Teng CS, Lo WT, Wang SR, Tseng MH, Chu ML, Wang CC. (2009) The role of antimicrobial therapy for treatment of uncomplicated skin and soft tissue infections from community-acquired methicillin-resistant Staphylococcus aureus in children. J Microbiol Immunol Infect. 42, 324–328.
24. Tong SYC, Davis JS, Eichenberger E, Holland TL, Fowler VG. (2015) Staphylococcus aureus infections: epidemiology, pathophysiology, clinical manifestations, and management. Clin Microbiol Rev. 28(3), 603–661.
25. Wayne PA. (2012) Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. Clinical and laboratory standards institute 2012. 22, M100-S22.
26. Uluğ M. (2012) Ameliyathane ve Yoğun Bakım Personelinde Nazal Staphylococcus Aureus Taşıyıcılığının Araştırılması. Med Bull of Haseki. 50(2), 48-52.
27. Vandenesch F, Lina G, Gillet Y, Etienne J, Cremieux AC. (2009) The end of the controversy: Panton Valentine is the culprit. Med Sci. 25, 984–986.
28. Zhu LX, Zhang ZW, Wang C, Yang HW, Zhang Q, Cheng J. (2006) Evaluation of the CLSI cefoxitin 30-microg diskdiffusion method for detecting methicillin resistance in staphylococci. Clin Microbiol Infect.12(10),1039–1042.