Effect of Chloralhydrate on Ophrys mammosa Desf. ssp. mammosa (Orchidaceae) Ovules

Öz

Orchid seeds are transparent and embryos can be seen easily. In our previous study, embryos were isolated from transparent seeds using the maceration technique with different enzymes. In this publication, it is aimed to create a simple embryo isolation method by using chloralhydrate and similar different clearing and tissue expanding chemicals with a simpler method. Two different methods were used in the study. In the first method, dissected orchid ovules were kept at different times in a mixture of lactic acid, chloralhydrate, phenol, clove oil and xylol at different rates. In the other method, ovules were kept in chloralhydrate solution for 3 different times, 24 hours, 48 hours and 72 hours. In both methods, it was tested whether the embryos could easily come out of the ovules with a slight pressure, and also the fertility of the methods was compared with each other according to the integrity or fragmentation of the embryos that came out of the ovules with pressure. As a result; It has been determined that this method is more efficient in terms of comfortable isolation of embryos from ovules kept in chloral hydrate for 72 hours and in terms of integrity and robustness of embryos. In addition, with the efficiency of this method, it has been observed that the embryos and suspensor structures exit the ovules in a very easy and practical way. In addition, it has been understood that the method will accelerate the studies of funiculus, placenta, carpel, megasposorist-archaeosporal cell and ovule development. Thus, it has been possible to examine some important embryonal and suspensory structures practically and quickly without the need for long-term embedding and histological sections in the microtome. The benefits of the method and its inadequacies, albeit partially, are discussed in the presence of various current articles.

Anahtar Kelimeler

• Orchid
• Ophrys
• Ovule
• Seed
• Chloralhydrate

Kloralhidratın Ophyrs mammosa Desf. ssp. mammosa (Orchidaceae) Ovülleri Üzerine Etkisi

Öz

Orkide tohumları şeffaftır ve embriyoları rahatlıkla görünmektedir. Daha evvelki çalışmamızda farklı enzimlerle maserasyon tekniği kullanılarak embriyoların, şeffaf tohumlardan izolasyonu yapılmıştı. Bu yayında ise daha basit bir yöntemle kloralhidrat ve buna benzer farklı şeffaflaştırıcı ve doku genleştirici kimyasallar kullanarak basit embriyo izolasyonu yönteminin oluşturulması amaçlanmıştır. Çalışmada 2 farklı yöntem kullanılmıştır. Birinci yöntemde farklı oranlarda laktikasit, kloralhidrat, fenol, karanfil yağı ve ksilol karışımında dissekte edilmiş orkide ovulleri farklı zamanlarda (24 saat, 48 saat ve 72 saat) bekletilmiştir. Diğer yöntemde ise sadece kloralhidrat eriyiğinde ovuller 24 saat, 48 saat ve 72 saat olmak üzere 3 farklı zaamanda bekletilmiştir. Her iki yöntemde de ovullerden emriyoların hafif bir bastırma ile kolayca çıkıp çıkamadığı test edilmiş ve ayrıca ovullerden baskı ile çıkan embriyoların bütünlüğü ya da parçalı olma durumuna göre yöntemlerin vermliliği birbiri ile karşılaştırılmıştır. Sonuç olarak; sadece kloral hidrat içinde 72 saat bekletilen ovullerden embriyoların rahat izolasyonu ve embriyoların bütünlüğü ve sağlamlığı açısından bu yöntemin daha verimli olduğu tespit edilmiştir. İlaveten bu yöntem ile embriyoların ve süspansör yapılarının çok kolay ve pratik bir şekilde ovullerden çıkışı gözlenmiştir. Ayrıca yöntemin funikulus, plasenta, karpel, megasposorist-arkeosporal hücre ve ovul gelişimi çalışmalarına hız kazandıracağı anlaşılmıştır. Böylece uzun süreçli gömme ve mikrotomda histolojik kesitlere gerek kalmaksızın bazı önemli embriyonal ve süspansör yapılarının pratik ve hızlı bir şekilde incelenebilmesi mümkün olmuştur. Yöntemin faydaları ve yetersiz olduğu noktalar değişik güncel makalaleler eşliğinde tartışılmıştır.

Anahtar Kelimeler

• Orkide
• Ophrys
• Ovul
• Tohum
• Kloralhidrat

Kaynakça

1. Akçin TA., Özdener Y., Akçin A. Taxonomic value of seed characters in Orchids from Turkey. Belgian Journal of Botany 2009; 142(2): 124-139.
2. Arditti J., Michaud JD., Healey PL. Morphometry of orchid seeds: I. Paphiopedilum and native California and related species of Cypripedium. American Journal of Botany 1979; 66: 1128-1137.
3. Arditti J., Michaud JD., Healey PL. Morphometry of orchid seeds: II. Native California and related species of Calypso, Cephalanthera, Corallorhiza and Epipactis. American Journal of Botany 1980; 67: 347-360.
4. Arditti J., Ghani AKA. Numerical and physical properties of orchid seeds and their biological implications. Tansley Review No. 110. The New Phytologist 2000; 145(3): 367 – 421.
5. Attri LK., Bhanwra RK., Nayyar H. Pollination induced embryology studies in Aerides multiflora (ROXB.). International Journal of Botanical Studies 2020; 5(4): 211–215.
6. Aybeke M. The pollen and seed morphology of some Ophrys L. (Orchidaceae) Taxa. Journal of Plant Biology 2007; 50(4): 387-395. Aybeke M. Anther wall and pollen development in Ophrys mammosa L (Orchidaceae). Plant Systematic and Evolution 2012; 298(6): 1015-1023.
7. Aybeke M. Simple embryo isolation techniques from Ophrys (Orchidaceae) seeds. Greener Journal of Agricultural Sciences 2013a; 3(6): 448-450.
8. Aybeke M. Embryo and protoplast isolation from Barlia robertiana seeds (Orchidaceae). American Journal of Plant Sciences 2013b; 4: 1-8.

9. Aybeke M. Morphological and histochemical investigations on Himantoglossum robertianum (Loisel.) P. Delforge (Orchidaceae) seeds. Plant Systematic and Evolution 2014; 300: 91–97.
10. Barthlott W. Morphologie der samen von orchideen in hinblick auf taxonomische und functionelle aspekte. In: Senghas K. (ed). Proceedings of the 8th world orchid conference. Frankfurt, Hamburg: Parey; 1976; 444-445.
11. Bektaş E., Cüce M., Sökmen A. In vitro germination, protocorm formation, and plantlet development of Orchis coriophora (Orchidaceae), a naturally growing orchid species in Turkey. Turkish Journal of Botany 2013; 32(2): Article: 10.
12. Blahnik RJ., Holzenthal RW., Prather A. The lactic acid method for clearing Trichoptera genitalia. In: Bueno-Soria J., Barba-Álvarez R. ve Armitage B. (eds.) Proceedings of the XIIth International symposium on Trichoptera, June 18-22. NY: The Caddis Press, 2006; 9-14.
13. Bolleddu R., Narasimhaji CV., Venkatesh S. et al. Establishment of quality parameters for fruits of Crotalaria pallida Aiton. through microscopy and phytochemical studies. Vegetos 2022; 35: 622–632.
14. Bybd DW., Kirkpatrick JR., Barker KR. An improved technique for clearing and staining plant tissues for detection of nematodes. Journal of Nematology 1983; 15(1): 142-143.
15. Chase MW., Pippen JS. Seed morphology in the Oncidiinae and related Subtribes (Orchidaceae). Systematic Botany 1988; 13: 313-323. Clifford HT., Smith WK. Seed morphology and classification in the Orchidaceae. Phytomorphology 1969; 19: 133-139.
16. Cozzolino S., Widmer A. Orchid diversity: an evolutionary consequence of deception? Trends in Ecology ve Evolution 2005; 20: 487-494.
17. Çığ A., Demirer Durak E., İşler, S. In vitro symbiotic germination potentials of some Anacamptis, Dactylorhiza, Orchis and Ophrys terrestrial orchid species. Applied Ecology and Environmental Research 2018; 16(4): 5141-5155.