Comparison of Different Isolation Methods for Measuring Catalase Activity in Adipose Tissue

Year 2023, Volume: 2 Issue: 2, 8 - 13, 30.06.2023

Sinem Usta , Ahmet Alver , Elif Şahin

https://doi.org/10.59518/farabimedj.1254863

Abstract

Recent studies have shown that adipose tissue is not only an energy store, but also an endocrine organ. Obesity, which occurs as a result of increased fat mass in the body, is observed together with increased oxidative stress and low-grade chronic inflammation. It is an increase in tissue oxidative stress due to the inflammation observed in adipose tissue. Antioxidant enzymes are proteins that help suppress the severity of oxidative stress by leading to the formation of fewer active radicals or reducing the damage of a free radical chain reaction on proteins, lipids, carbohydrates, and DNA. Catalase (CAT), an important antioxidant enzyme, prevents the formation of oxidative stress by breaking down H2O2 into water and oxygen. The fact that adipose tissue has a high lipid and low protein content, high lipid interference, makes protein isolation and activity measurements in this tissue difficult. In our study, it was aimed to investigate the effect of using different protein isolation methods on CAT activity in adipose tissue and to identify the necessary conditions for measurement. CAT activity measurements were performed using the Aebi method. Retroperitoneal adipose tissue was removed from the rats and activity measurements were performed using three different homogenization methods. Chloroform/methanol was used as the organic solvent in homogenization 1 (H1), in homogenization 2 (H2) and homogenization 3 (H3) only chloroform was used . As a result of the evaluations, the average specific activity values of the H1 method were found to be higher than those of the other two methods. As a result, it was concluded that the H1 method may be more suitable for measuring CAT enzyme activity in retroperitoneal adipose tissue.

Keywords

Adipose Tissue, Catalase, Enzyme Activiy

Yağ Dokusunda Katalaz Aktivitesi Ölçümü için Farklı İzolasyon Yöntemlerinin Karşılaştırılması

Abstract

Son zamanlarda yapılan çalışmalar yağ dokusunun yalnızca enerji deposu olmadığını, bunun yanında endokrin bir organ olduğunu da gösterdi. Vücutta artan yağ kitlesi sonucu oluşan obezite artmış oksidatif stres ve düşük dereceli kronik inflamasyonla birlikte gözlenmektedir. Yağ dokusunda gözlenen inflamasyona bağlı olarak dokuda oksidatif stres de artmaktadır. Antioksidan enzimler, daha az aktif radikal oluşmasına yol açarak veya serbest radikal zincir reaksiyonunun proteinler, lipidler, karbohidratlar ve DNA üzerine hasarını azaltarak oksidatif stresin şiddetini bastırmaya yardımcı olan proteinlerdir. Önemli bir antioksidan enzim olan katalaz (CAT), H2O2’yi su ve oksijene parçalayarak oksidatif stresin oluşumunu engeller. Yağ dokusunun yüksek lipit ve düşük protein içeriğine sahip olması, lipit interferansının yüksek olması bu dokuda protein izolasyonunu ve aktivite ölçümlerini zorlaştırmaktadır. Çalışmamızda, yağ dokusunda farklı protein izolasyon yöntemlerinin kullanılmasının CAT aktivitesi üzerine etkisinin incelenmesi ve ölçüm için gerekli şartların ortaya konulması amaçlandı. CAT aktivitesi ölçümleri Aebi yöntemi kullanılarak yapıldı. Sıçanlardan retroperitoneal yağ dokusu çıkarılıp üç farklı homojenizasyon yöntemi kullanılarak aktivite ölçümleri gerçekleştirildi. Homojenizasyon 1 (H1)’de organik çözücü olarak kloroform/metanol, homojenizasyon 2 (H2)’de ve homojenizasyon 3 (H3)’te sadece kloroform kullanıldı. Yapılan değerlendirmeler sonucunda H1 yönteminin ortalama spesifik aktivite değerleri diğer iki yönteme göre daha yüksek bulundu. Sonuç olarak, retroperitoneal yağ dokusunda H1 yönteminin CAT enzim aktivitesi ölçümünde daha uygun olabileceği kanaatine varıldı.

Keywords

Adipoz Doku, Enzim Aktivitesi, Katalaz, Adipose Tissue, Catalase, Enzyme Activiy

References

• Jung UJ, Choi MS. Obesity and its metabolic complications: the role of adipokines and the relationship between obesity, inflammation, insulin resistance, dyslipidemia and nonalcoholic fatty liver disease. Int J Mol Sci. 2014; 15(4): 6184-6223. DOI: 10.3390/ijms15046184.
• Demirci Ş, Gün C. Adipoz Doku ve Adipoz Dokudan Salınan Bazı Proteinler. MAKÜ Sag. Bil. Enst. Derg. 2017; 5(2): 155-179.
• Darroudi S, Fereydouni N, Tayefi M, et al. Oxidative stress and inflammation, two features associated with a high percentage body fat, and that may lead to diabetes mellitus and metabolic syndrome. Biofactors. 2019; 45(1): 35-42. DOI: 10.1002/biof.1459.
• Ipar N. Ekzojen obezitesi olan hastalarda total oksidatif stres ve total antioksidan kapasite düzeyleri; probiyotiklerin bu düzeylere etkisi [Tıpta uzmanlık Tezi]. Eskişehir, Türkiye. Eskişehir Osmangazi Üniversitesi Tıp Fakültesi Çocuk Sağlığı ve Hastalıkları Anabilim Dalı; 2012.
• Weydert CJ, Cullen JJ. Measurement of superoxide dismutase, catalase and glutathione peroxidase in cultured cells and tissue. Nat Protoc. 2010; 5(1): 51-66. DOI: 10.1038/nprot.2009.197.
• Karabulut H, Gülay MŞ. Antioksidanlar. Veterinary Journal of Mehmet Akif Ersoy University. 2016; 1(1): 65-76 . DOI: 10.24880/maeuvfd.260790.
• Sajic T, Hopfgartner G, Szanto I, Varesio E. Comparison of three detergent-free protein extraction protocols for white adipose tissue. Anal Biochem. 2011; 415(2): 215-7. DOI: 10.1016/j.ab.2011.04.023.
• Selvi Y. Denervasyona bağlı retroperitoneal yağ dokusundaki total karbonik anhidraz aktivite değişikliklerinin incelenmesi [Yüksek Lisans Tezi]. Trabzon, Türkiye. Karadeniz Teknik Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü Tıbbi Biyokimya Anabilim Dalı; 2018.
• Kahraman C. Diyetle İndüklenmiş Obezitede Yağ Dokusundaki Oksidan Antioksidan Dengenin İncelenmesi [Doktora Tezi]. Trabzon, Türkiye. Karadeniz Teknik Üniversitesi Sağlık Bilimleri Enstitüsü Tıbbi Biyokimya Anabilim Dalı; 2013.
• Aebi H. Catalase in vitro. Methods Enzymol. 1984; 105: 121-6. DOI: 10.1016/s0076-6879(84)05016-3. Asakura T, Adachi K, Schwartz E. Stabilizing effect of various organic solvents on protein. J Biol Chem. 1978; 253(18): 6423-6425.
• Englard S, Seifter S. Methods in enzymology. Precipitation Techniques (Ed : Abelsan JN, Simon MI) 1990; 285-306.
• Gupta MN. Enzyme function in organic solvents. Eur J Biochem. 1992; 203(1-2): 25-32. DOI: 10.1111/j.1432-1033.1992.tb19823.x.
• Wiggers HJ, Cheleski J, Zottis A, Oliva G, Andricopulo AD, Montanari CA. Effects of organic solvents on the enzyme activity of Trypanosoma cruzi glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in calorimetric assays. Anal Biochem. 2007; 370(1): 107-14. DOI: 10.1016/j.ab.2007.06.042.